Respiration par incubation - méthode générale
A8 - Mesure de la respiration des micro-organismes du sol par dosage de CO2 libéré en conditions standardisées par incubation.
Dernière mise à jour
A8 - Mesure de la respiration des micro-organismes du sol par dosage de CO2 libéré en conditions standardisées par incubation.
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Deux méthodes d'incubation sont proposées afin de déterminer la quantité de CO2 issue de la respiration des micro-organismes du sol, qui est un indicateur de l'activité biologique du sol.
Quelle est l'intensité de la vie microbienne du sol ?
L’échantillon de sol est placé dans une enceinte hermétique contenant un pilulier de soude puis il est mis à incuber. Il existe plusieurs méthodes : [A] sans pré-incubation et [B] avec une pré-incubation de 10 jours. La soude réagit avec le CO2 pour former des ions carbonates, que l’on fait précipiter par l’ajout de chlorure de baryum. L’excès de soude, qui n’a pas réagit avec le CO2, est dosé par un dosage acide-base.
Le CO2 piégé par la soude est présent dans la solution sous forme de carbonate de sodium (Na2CO3) solubilisé :
L'ajout de chlorure de baryum (BaCl2) permet de faire précipiter les ions carbonates en carbonates de baryum (BaCO3) :
La soude qui n'a pas réagit est amenée à pH 8,3 par addition d'HCl en présence de phénolphtaléine :
A pH 8,3 un virage coloré s'opère, la solution passe du rose au transparent.
La mesure s'effectue de manière ponctuelle, lorsque l'humidité du sol correspond à la capacité au champ, par exemple après une forte pluie. Le début du printemps est une période favorable à la réalisation de cette mesure.
tamis de maille 2 mm
2 récipients hermétiques de 500 mL
2 cristallisoirs
2 piluliers
chambre d'incubation
bécher
burette graduée
agitateur magnétique
eau déminéralisée
soude ([A] 1 M ou [B] 1 M et 0,1 M)
chlorure de baryum ([A] 20 % ou [B] 0,05 M)
acide chlorhydrique (0,05 M)
phénolphtaléine (0,1 g / 100 mL d'éthanol à 60 %)
La méthode [A] est sans pré-incubation, l'incubation est variable entre 3 et 21 jours à 28°C. La méthode [B] est avec pré-incubation de 10 jours à 22°C, l'incubation est de 24 heures à 22°C.
Prélever 50 g [A] ou 40 g [B] de sol préalablement séché à l'air libre et tamisé
Porter l'échantillon à l'humidité de la capacité au champ : ajuster la teneur en eau du sol à 25 % en utilisant de l'eau déminéralisée [A] ou déposer l'échantillon de sol sur un filtre papier humidifié.
Dans un premier récipient hermétique : déposer l'échantillon de sol et une solution de soude.
[A] 50 g de sol + un pilulier de 15 mL de soude à 1 M
[B] Pour la pré-incubation : 40 g de sol + un pilulier n°1 de 2 mL de soude à 1 M. Pour l'incubation : le pilulier n°1 est remplacé par un pilulier n°2 contenant 4 mL de soude à 0,1 M
Dans un second récipient hermétique : déposer un pilulier de soude identique à celui de l'étape 3, sans échantillon de sol, pour réaliser un témoin.
Laisser incuber à l'obscurité les deux récipients.
[A] 8 jours à 28°C
[B] Pour la pré-incubation : 10 jours à 22°C. Pour l'incubation : 24 heures à 22°C
Si plusieurs piluliers de soude ont été utilisés alors il faut tous les transvaser dans un bécher et homogénéiser (les piluliers auront été réservés dans le dessiccateur).
Dans un premier cristallisoir : ajouter 1 mL de la solution de soude contenue dans le pilulier (ou le bécher) du premier récipient hermétique.
Dans un second cristallisoir : ajouter 1 mL de la solution de soude contenue dans le pilulier (ou le bécher) du second récipient hermétique.
Dans chaque cristallisoir : ajouter une solution de chlorure de baryum.
[A] 2 mL de chlorure de baryum à 20 %
[B] 4 mL de chlorure de baryum à 0,05 M
Dans chaque cristallisoir : ajouter 3 à 4 gouttes de phénolphtaléine puis ajouter goutte à goutte de l'acide chlorhydrique à 0,05 M jusqu'à ce que la solution change de couleur, en passant du rose au blanc. Homogénéiser la solution à l'aide d'un agitateur magnétique.
Noter le volume d'acide utilisé pour chaque cristallisoir.
Le volume d'acide utilisé est dépendant de la quantité de CO2 présente dans le récipient hermétique ayant réagit avec la solution de soude. Dans ces récipients, le CO2 peut être atmosphérique ou bien issu de la respiration des micro-organismes du sol. La différence de volume d'acide utilisé entre le récipient témoin et le récipient contenant l'échantillon de sol révèle la quantité de CO2 émise par les micro-organismes.
Le taux de respiration des micro-organismes en µg de C-CO2 par heure d'incubation et par gramme de sol se calcule par la formule suivante:
La respiration est une mesure de l’activité métabolique de la communauté microbienne du sol.
Plus le sol respire, plus les organismes sont actifs en métabolisant la matière organique facilement assimilable (carbone actif) et les éléments minéraux. Une forte teneur en CO2 est signe d’un sol en bonne santé.
Si le sol ne respire pas ou très peu, soit il présente un réel manque de vie microbienne, soit la teneur en éléments assimilables n’est pas suffisante et devient alors un facteur limitant l’activité microbienne.
Ce test mesure une activité potentielle, c'est à dire celle pouvant s'exprimer dans de bonnes conditions (ici avec une température optimale en ambiance humide). La teneur en CO2 peut être assimilée au taux de minéralisation de la matière organique du sol.
[A] Annabi, M., Bahri, H., & Latiri, K. (2009). Statut organique et respiration microbienne des sols du nord de la Tunisie. Base.
Bernard Barthès, Rapport final 2012. Indicateurs spectraux de la qualité biologique des sols.
[B] Pell, M., Stenstróm, J. O. H. N., & Granhall, U. (2005). 7.2 Soil Respiration. Bloem, J; DW Hopkins & A Benedetti, 117-126.
Wang, W. J., Dalal, R. C., Moody, P. W., & Smith, C. J. (2003). Relationships of soil respiration to microbial biomass, substrate availability and clay content. Soil Biology and Biochemistry, 35(2), 273-284.
