Objectif et domaine d'application

Le but de cette mesure est d’évaluer la dynamique des nutriments disponibles dans le sol grâce à l’utilisation de membranes échangeuses d’ions, qui adsorbent les nutriments de la solution du sol. Ces ions proviennent de sources diverses : diffusion dans le sol (amendement par exemple), échange sur les capacités d'échange du sol (anionique et cationique), libération par la minéralisation de la MO, dissolution d'élément minéraux, proximité avec des fabacées, etc... En échangeant et stockant les ions de la solution du sol, les membranes permettent d'avoir un aperçu de la quantité d'ions disponibles pour les plantes sur la durée d'incubation au champ. Elles « miment l'action des racines des plantes ».

Dans cet espace vous trouverez les ressources nécessaires pour utiliser correctement les produits proposés dans la boutique Eïwa Shop

Les membranes échangeuses d'ions vont permettre d'adsorber les ions présents dans la solution du sol. Leur désorption permettra ensuite de les doser.

Quatre étapes vont se succéder:

1. saturer la membrane d’ions.

2. enfouir la membrane saturée dans le sol 2 à 3 semaines. Durant ce temps la membrane cherchera à s’équilibrer avec la solution du sol en adsorbant des ions à sa surface.

3. retirer la membrane du sol et désorber les ions adsorbés dans une solution concentrée de KCl.

4. doser les ions nitrates (NO3-) et ammonium (NH4+) en solution.

Préparation des solutions de saturation

Afin de charger les membranes il faut préparer 1 litres de solution par lot d’environ 30 membranes :

· Membranes anioniques. Pour 1 litre de solution de NaHCO3 à 0.5M :

- Dissoudre le NaHCO3 (pot de 42 g) dans une bouteille de 1L à col large avec environ 800ml d’eau distillée (attention à ne pas mettre plus de 1L d’eau !).

- Ajuster à 1L avec de l’eau déminéralisée jusqu’au trait de jauge à l'aide de la pissette.

· Membranes cationiques. Pour 1 litre de solution de NaCl à 0.5M :

- Dissoudre le NaHCO3 (pot de 29.22g) dans une bouteille de 1L à col large avec environ 800ml d’eau distillée (attention à ne pas mettre plus de 1L d’eau !).

- Ajuster à 1L avec de l’eau déminéralisée jusqu’au trait de jauge à l'aide de la pissette.

Chargement des membranes avec les solutions de saturation (minimum 24h)

Manipulez les membranes découpées avec des gants, et à l’aide d’une aiguille transpercer le bout de la membrane et y insérer un fil de pêche d’environ 40/50cm de longueur.

Mettre les membranes préparées (environ 30/L) avec le fil dans les solutions de saturation :

- NaHCO3 pour les membranes anioniques (-)

- NaCl pour les membranes cationiques (+)

Mise en place des membranes sur la zone d’échantillonnage

Pour vous rendre sur le terrain, garder si possible les membranes au frais dans une glacière avec des pains de glace (éviter le contact pain de glace-membrane). Utiliser des gants lors de la manipulation.

Éventuellement et pour faciliter les manipulations, mettre chaque membrane dans des sachets zip (60x120mm) individualisés avec un peu d’eau distillée (ou de solution de saturation) afin d’éviter que la membrane s’assèche, et étiqueter pour identifier la station.

Creuser un trou jusqu’à 8 cm de profondeur en veillant à perturber le moins possible le sol que l’on va replacer au-dessus de la membrane. Placer une membrane horizontalement dans le trou à l’aide d’une pince. Les membranes anioniques et cationiques doivent être proche, environ 10cm l’une de l’autre, sans jamais se chevaucher.

Reboucher le trou doucement en veillant à perturber le moins possible le sol. Puis attacher le fil de pêche (relier à la membrane) à un piquet en surface.

Laisser les membranes au champ pendant au minimum une semaine. Noter la pluviométrie ainsi que le temps d’incubation.

Récupérer les membranes dans le sol

Récupérer une membrane dans le sol en suivant le fil de pêche (sans le tirer), éviter le plus possible de perturber la membrane. Enlever le plus de particules de sol possible en secouant délicatement la membrane et brossant délicatement la membrane avec un pinceau ou une brosse à dent.

Couper le fils de pêche avec des ciseaux puis mettre la membrane dans un Falcon contenant 35 ml de solution d’extraction (KCl 1M).

Bien refermer et noter le nom de la station, le type de membrane (+ ou -) et la date de retrait.

Préparation de la solution d’extraction (KCl 1M)

La solution d’extraction est la même pour les membranes anioniques et cationiques.

Pour 1 litre de solution de KCl à 1M :

- Dissoudre 74.55g de KCl avec de l'eau déminéralisée dans la fiole jaugée de 1L.

- Ajuster jusqu’au trait de jauge.

Extraction des ions en laboratoire

Agiter les tubes avec un agitateur durant 16h à 100 rpm à 30°C. S’il n’est pas possible d’utiliser un agitateur, on peut réaliser l’agitation à la main durant 5min / membrane, en respectant le même rythme d’agitation : 1 mouvement par seconde.

Prélever environ 8-9 ml de solution avec une seringue propre.

Disposer un filtre PES 0.2 µm et l’aiguille sur la seringue.

Percer le septum d’une vacuette 9ml sous vide et injecter le contenu à travers le filtre.

Les vacuettes sont marquées d’une jauge à 9 ml, veiller à ne pas la dépasser pour ne pas mettre sous pression positive l’intérieur de la vacuette et voir s’envoler le bouchon (surtout si les échantillons son congelés).

Conserver ces solutions à l’abri de la lumière et au frais (réfrigérateur, 4°C) jusqu’à l’analyse.

Dosage des ions

Analyser en laboratoire les anions et cations ciblés dans la solution . Classiquement nitrate et ammonium (NO3- et NH4+ respectivement).

Le sol frais est mis en contact de la solution d’extraction KCl à 1M. Les ions adsorbés sur les particules de sol (complexes organo-minéral et argiles) sont désorbés, remplacés par le K+ ou le Cl- de la solution d’extraction, et se retrouvent en solution. Après filtration, les ions présents en solution sont dosés en laboratoire. Leur concentration permet de calculer les teneurs dans le sol.

Préparation de la solution d’extraction

Pour préparer 1 litre de solution de KCl à 1M :

- Dissoudre 74.55g de KCl dans une fiole jaugée de 1L avec de l'eau déminéralisée

- Ajuster jusqu’au trait de jauge à l'aide de la pissette.

Préparation des flacons pour extraction

Verser, dans un flacon de 250 ml, 180 ml de solution de KCl 1M.

Préparer autant de flacon que de point de mesure.

Sur le terrain

Prélever du sol à 0-10 cm de profondeur avec une truelle, un cylindre de prélèvement ou une tarière.

Tamiser le sol à 2 mm.

Peser environ 50 g de terre fine fraiche – Noter la masse exacte .

Ajouter cet échantillon dans le flacon contenant les 180 ml de KCl 1M.

Extraction

Agiter la solution et la terre fine pendant 1h avec un agitateur.

Ouvrir le flacon et laisser le sol décanter pendant une dizaine de minutes.

Prélever environ 9 ml de solution avec une seringue propre (prendre le surnageant le plus claire possible).

Disposer le filtre PES 0.2 µm puis l’aiguille sur la seringue.

Percer le septum et injecter le contenu à travers le filtre dans une vacuette de 9 ml.

Conserver ces solutions à l’abri de la lumière et au frais (frigo, 4°C) jusqu’à l’analyse.

Analyses des ions

Analyser en laboratoire, les anions et cations ciblés dans la solution. Classiquement nitrate (NO3-) et ammonium (NH4+).

Résultats

Où :

Nmin (mgN_NO3.kg-1 sol) = Teneur en N_NO3- de terre fine.

[N_NO3-] (mgN_NO3-.L-1) = teneur en N_NO3- mesurée en laboratoire.

Vol kcl (L) = Volume de solution d’extraction (KCl 1M) ajouté au sol (0.180).

mTF (kg) = Masse de terre fine fraiche utilisée (0.050).

w105 (%) : humidité massique de la terre fine à 105°C.

Où :

Ions adsorbés (µg.cm-2.d-1) : Moyenne des ions adsorbés par jour sur la membrane.

Res Lab(µg.L-1) : résultats de l’analyse de laboratoire

Vol Extractant(L) : volume de la solution d’extraction (0.035)

Surf Mbrane (cm2) : surface de la membrane

Durée incub (jour) : durée d’incubation dans le sol

• Brauman A., Thoumazeau A., Félix-Faure J., Rakotondrazafy N., Protocoles Biofunctool® Un set d'indicateurs pour évaluer la santé des sols - CIRAD, IRD 2019-2024

• Le Cadre, E., Kinkondi, M., Koutika, L.-S., Epron, D., Mareschal, L., 2018. Anionic exchange membranes, a promising tool to measure distribution of soil nutrients in tropical multispecific plantations. Ecological Indicators 94, 254–256.

• Qian, P., Schoenau, J.J., 2002. Practical applications of ion exchange resins in agricultural and environmental soil research. Can. J. Soil. Sci. 82, 9–21.

Objectif et domaine d'application

Ce protocole permet d’extraire les ions nitrates (NO3-) et ammonium (NH4+) du sol avec une solution de KCl à 1M. Cela donne une information sur la quantité d’azote minéral présent à un temps donné dans la parcelle. Les teneurs en Nitrates des sols ont une forte hétérogénéité spatiale et temporelle.

Le sol frais est agité dans de l’eau distillée. Les ions NO3- non ou faiblement liés aux particules de sol (complexes argilo-humique et argiles) sont désorbés et se retrouvent en solution. Après filtration des particules grossières, les ions NO3- présents en solution sont dosés directement sur le terrain avec le Nitrachek 404. La concentration permet de calculer la teneur en NO3- du sol.

Le Nitrachek 404 permet des mesures simples et rapides de la teneur en nitrate (NO3-) dans l’eau. Il est utilisé comme lecteur colorimétrique de bandelettes spécifiques utilisant la réaction de Griess modifiée. Le principe général de la méthode est de réduire les ions nitrates (NO3-) en ions nitrites (NO2-), puis de former un colorant rouge-violet à partir du nitrite. L’intensité de la coloration est proportionnelle à la teneur en nitrite, et donc en nitrate, de la solution. Le Nitrachek 404 est utilisé pour la lecture de la couleur de la bandelette réactive (colorimétrie).

Objectif et domaine d'application

Ce protocole permet d’extraire les ions nitrates (NO3-) libres du sol à l’eau. Le dosage des ions est ensuite réalisé sur la solution d’extraction avec le Nitrachek 404.

Préparation pour extraction

Remplir avec 30 ml d’eau distillée un tube de Falcon de 50ml (utiliser les graduations du Falcon ou une éprouvette graduée).

Plier en 4 un filtre à café et couper les 2 cm supérieurs du filtre.

Préparer 1 filtre et 1 Flacon par point d’échantillonnage.

Sur le terrain

Prélever du sol à 0-10 cm de profondeur avec une tarière ou un cylindre de prélèvement.

Tamiser le sol frais à 2 mm.

Peser 8.3 g de terre fine (noter la masse exacte, ±0.01 g) et les introduire dans un Falcon contenant 30ml d’eau distillée.

Agiter la solution sol-eau pendant 5 min avec l’agitateur, puis ouvrir et laisser décanter pendant environ 1 ou 2 min. L'agitateur Eïwa shop est programmé pour ce protocole.

S’il n’est pas possible d’utiliser un agitateur, on peut réaliser l’agitation à la main durant 5min / échantillon, en respectant un rythme d’agitation d’1 mouvement par seconde.

Introduire le filtre dans la solution et laisser remonter la solution à l’intérieur (environ 1 min).

Il faut obtenir environ 2 cm de solution « filtrée » pour introduire la bandelette.

Réaliser 3 mesures successives à l’aide de 3 bandelettes différentes pour chaque échantillon, en suivant le protocole du Nitrachek 404.

Expression des résultats

Calculer la moyenne des trois résultats précédant. Si une valeur diffère de ± 10% de cette moyenne ([NO3-]min < [NO3-] < [NO3-]max), la supprimer et refaire une mesure pour la remplacer. Recalculer la moyenne des résultats avec cette nouvelle valeur. Si besoin, supprimer et refaire une mesure, etc… à partir de trois valeurs valides (comprises dans l’intervalle ± 10% de la moyenne)

Où :

Nmin (mgN.kg-1 sol) = Teneur en N_NO3- du sol.

[NO3-] (mgNO3.L-1) = concentration moyenne de la solution en NO3-.

Vol H2O (L) = Volume d’eau distillée utilisée pour l’extraction (0.030).

m sol (kg) = Masse de sol utilisée (0.0083).

w105 (%) : humidité massique du sol utilisé à 105°C.

• Brauman A., Thoumazeau A., Félix-Faure J., Rakotondrazafy N., Protocoles Biofunctool® Un set d'indicateurs pour évaluer la santé des sols - CIRAD, IRD 2019-2024

• Wetselaar, R., Smith, G. D., & Angus, J. F. (1998). Field measurement of soil nitrate concentrations. Communications in soil science and plant analysis, 29(5-6), 729-739.

• Challenge Agriculture, Cahier de savoir-faire version A11 du 07/09/1996 :

  https://www.challenge-agriculture.fr/wp-content/uploads/2019/12/Nitrachek-404-A11.pdf

• Brauman A., Thoumazeau A., Félix-Faure J., Rakotondrazafy N., Protocoles Biofunctool® Un set d'indicateurs pour évaluer la santé des sols - CIRAD, IRD 2019-2024

• Weil RR, Islam KR, Stine MA, Gruver JB, Samson-Liebig SE. 2003. Estimating active carbon for soil quality assessment: A simplified method for laboratory and field use. American Journal of Alternative Agriculture 18:3–17.

• Culman S., Freeman M., Snapp S., 2012. Procedure for the Determination of Permanganate Oxidizable Carbon. Available at : https://lter.kbs.msu.edu/protocols/133.

• Brauman A., Thoumazeau A., Félix-Faure J., Rakotondrazafy N., Protocoles Biofunctool® Un set d'indicateurs pour évaluer la santé des sols - CIRAD, IRD 2019-2024

SituResp® estime les émissions en CO2 d’un échantillon de sol frais et tamisé grossièrement. Le sol est déposé dans un bocal hermétique auquel on ajoute une cuvette contenant un gel coloré dont la couleur est sensible aux variations de pH. Le CO2 émis par l’activité biologique du sol est capté par le piège alcalin contenu dans le gel, et modifie le pH et la couleur du gel. La mesure du changement de couleur du gel (via une différence d’absorbance à 570 nm) permet d’estimer la quantité de CO2 émise par le sol.

Étalonnage de la solution de KMnO4

Cette étape est à réaliser avant chaque série de mesure.

Préparation des étalons

À partir de la solution mère KMnO4 0.2M préparée précédemment,

préparer dans des Falcon de 50 ml 4 étalons selon le tableau ci-dessous, en utilisant la micropipette 500 - 5000 µl puis homogénéiser.

Dilution des étalons

Diluer 100 fois les étalons : transférer, avec une pipette automatique, 0.5 ml de chaque étalon dans de nouveaux tube Falcon de 50ml, et compléter jusqu’au trait de jauge 50 ml avec de l’eau déminéralisée à l’aide d’une pissette.

Homogénéiser et mesurer l’absorbance à 550 nm des étalons dilués avec un spectrophotomètre.

Construction de la courbe d’étalonnage

Construire la courbe de calibration en suivant l’exemple ci-dessous

Sur le terrain

Prélever le sol sur 0-10 cm de profondeur à l’aide d’une tarière ou d’un cylindre de prélèvement

Tamiser à 2 mm, puis sécher à l’air (dans une barquette p ex).

Éviter de mettre les sols au soleil, préférer un endroit sec et ventilé, à l’abri de la lumière directe du soleil (voir protocole « Humidité du sol (séchage à l’air) »).

Peser 2.5 g de terre fine séchée à l’air – Noter la masse exacte – et l’introduire dans un tube Falcon de 50 ml.

Ajouter 18 ml d’eau distillée avec une pipette automatique ou une seringue.

Ajouter ensuite 2 ml de la solution mère de KMnO4 0.2M à l’aide d’une pipette automatique .

Bien fermer le tube Falcon et agiter pendant 2 min avec un agitateur adapté.

S’il n’est pas possible d’utiliser un agitateur, on peut réaliser l’agitation à la main durant 2 min / échantillon, en respectant un rythme d’agitation de 1 mouvement par seconde.

Ouvrir le tube Falcon et laisser reposer pendant 10 min (l'agitateur POXC chronomètre le temps de repos et vous averti au bout de 10 minutes).

Prélever 0.5 ml de solution et la transvaser dans un nouveau tube Falcon.

Ajouter 49.5 ml d’eau distillée à l’aide d’une pissette puis homogénéiser.

Transvaser la solution dans une cuvettes et mesurer l’absorbance à 550 nm avec le spectrophotomètre portable mini spectro V4.1

Expression des résultats

Où :

POXC (mg.kg-1soil) : carbone labile du sol.

[KMnO] (mol.L-1) : concentration initiale de la solution de KMnO4 (0.02).

alpha : pente de la courbe d’étalonnage.

Abs: absorbance (550 nm)

béta: ordonnée à l’origine de la courbe d’étalonnage.

Cox (mgC.mol-1) : quantité de C oxydé avec 1 mole de MnO4 (9000).

Vol KMnO4 (L) : volume du KMnO4 ayant réagi (0.02).

mTFair(kg) : masse de terre fine séchée à l’air (0.0025).

w105 (%) : humidité résiduelle de la terre fine à 105°C.

Objectif et domaine d'application

L’objectif de cette méthode est de mesurer le pool de carbone organique labile du sol, facilement accessible par les organismes (POXC = permanganate oxydable carbone).

Objectif et domaine d'application

L’objectif est d’estimer la respiration basale du sol sur le terrain (= émission de CO2 du sol produite par l’activité de micro-organismes). La respiration basale est utilisée comme proxi de l’activité microbiologique du sol.

Les baits lamina sont des languettes en plastique (PVC, ABS, PLA ...) percées de 16 trous de 1,5 mm de diamètre. Chaque trou est rempli d'un substrat organique. Par point d’échantillonnage, 8 baits lamina sont plantées verticalement dans le sol, espacées de 30 cm. L’activité des organismes du sol est évaluée à travers la consommation de ce substrat, en comptant le nombre de trous ayant subi une dégradation visible du substrat suite à la période d’incubation dans le sol. Les lamina sont retirés quand environ 80% des trous contenant le substrat sont consommés, ce qui peut impliquer une incubation de 1 à 3 semaine en fonction des conditions pédoclimatiques. La 1ère lamina sert de « lamina de référence » pour vérifier la vitesse de décomposition, le calcul de décomposition se faisant sur les 7 restantes.

• Brauman A., Thoumazeau A., Félix-Faure J., Rakotondrazafy N., Protocoles Biofunctool® Un set d'indicateurs pour évaluer la santé des sols - CIRAD, IRD 2019-2024

• Thoumazeau A., Gay F., Alonso P., Suvannang N., Phongjinda A., Panklang P., Chevallier T., Bessou C., Brauman A. (2017) SituResp®: a time- and cost-effective method to assess basal soil respiration in the field. Applied Soil Ecology 121: 223-230.

Objectif et domaine d’application

Les baits lamina sont un bio-indicateur qui évalue la vitesse de dégradation d’un substrat organique, dégradé par la mésofaune et la petite macrofaune du sol.

Préparation de la solution indicatrice pour les cuvettes spectrophotométriques

Peser puis insérer dans une fiole jaugée de 1L les réactifs suivants :

- 16.77g de KCl

- 0.315g de NaHCO3

- 0.0187g de rouge de crésol

Dissoudre les réactifs dans 800-900ml d’eau déminéralisée.

Ajuster jusqu’au trait de jauge avec de l’eau déminéralisée et homogénéiser.

Préparation les cuvettes spectrophotométriques (préparation pour 60 cuvettes)

Durant cette phase, veiller à être le plus propre possible afin d’éviter les contamination bactériologique et/ou fongique des cuvettes de gel.

Peser et introduire 1.5g d’agar dans un bécher en pyrex (résistant à la chaleur) de 250ml.

Mesurer 50ml d’eau distillée avec une fiole jaugée et les ajouter dans le bécher avec l’agar.

Mettre à chauffer et agiter le bécher contenant l’eau et l’agar sur un agitateur magnétique chauffant avec un barreau aimanté jusqu’à formation de grosses bulles au fond du bécher. Maintenir l’ébullition dans le fond du bécher pendant 1-2 min. La température de la solution doit monter à 90°C minimum (utiliser une sonde de température pour vérifier).

Mesurer avec une fiole jaugée 100ml de solution indicatrice, les ajouter petit à petit dans le bécher contenant l’agar en ébullition tout en maintenant l’agitation et la température à 60-65°C.

Avec une pipette 0,5 - 5 ml ou avec une seringue de 2ml remplir les cuvettes avec 1.5ml de la solution précédente (mélange de la solution indicatrice avec l’agar chaud) sans laisser de bulles dans les cuvettes ; partir du fond de la cuvette et remonter doucement pour éviter les bulles.

Laisser les cuvettes refroidir pendant 1h environ dans un environnement propre.

Conserver les cuvettes de gel par lot d’environ 15 dans un bocal hermétique de transport propre de 500ml (type « Le Parfait ») contenant environ 10g de soda lime et 2-3 feuilles de papier absorbant mouillé et propre. Placer les bocaux dans le noir complet. La couleur du gel des cuvettes doit progressivement passer de rouge à violet.

Ainsi stockées les cuvettes de gel peuvent être conservées plus d’un mois. Surveiller les développements bactériens et fongiques durant la conservation (au besoin changer les chiffons humides).

Vérification des cuvettes avant le terrain

Au minimum 4 jours avant le terrain, lire l’absorbance à 570nm de quelques cuvettes stockées dans chaque pot hermétique.

Il est préférable de réaliser cette étape assez tôt pour avoir le temps de refaire des cuvettes de gel si nécessaire.

Faire le blanc du spectrophotomètre avec un cuvette remplie d’eau déminéralisée.

Lire l’absorbance à 570nm d’une cuvette immédiatement après la sortie du bocal hermétique de transport. .

Les mesure d’absorbance du gel des cuvettes doivent être : 1.7 < Abstest < 1.9

Sur le terrain

Les cuvettes avec le gel SituResp® sont transportées dans les bocaux de conservation contenant du Soda lime et un chiffon humide.

Prélever le sol à 0-10cm de profondeur et le tamiser à 5mm.

Peser 100g de sol tamisé et l’introduire dans le flacon hermétique en verre de 250ml.

Faire le blanc du spectrophotomètre avec un cuvette remplie d’eau déminéralisée.

Lire l’absorbance T0 à 570nm d’une cuvette immédiatement après la sortie du bocal hermétique de transport - Noter l’heure de mesure de l’absorbance T0 afin de mesurer l’absorbance à +24h.

Lors des mesures de l’AbsT0 les valeurs doivent être de 1.7 < AbsT0 < 1.9 (voir § vérification des cuvettes avant le terrain)

Mettre la cuvette dans un pot en plastique de 30ml qui permettra de la maintenir et la protégée du sol.

Introduire la cuvette dans le bocal hermétique contenant le sol à l’aide d’une pince.

Fermer hermétiquement et faire attention au transport, les bocaux doivent rester droits pour éviter que le sol ne rentre en contact avec le gel des cuvettes.

L’incubation doit se faire dans des conditions les plus similaire possible pour l’ensemble des mesures réalisées lors de la campagne. En conséquence, sur le terrain, il est conseillé de mettre les pots hermétiques des incubations dans une glacière (sans glace) à l’ombre (à minima de tenir les pots à l’ombre) et de ramener l’ensemble des incubations à l’intérieur pour la nuit. Une température de 20-25°C est idéale. Si nécessaire utiliser un incubateur.

Après 24h, ouvrir et retirer la cuvette du flacon puis lire l’absorbance avec le spectrophotomètre à 570nm (AbsT24) .

Expression des résultats

La stabilité des agrégats dépend des interactions des organismes vivants du sol qui, par leur digestion, agrègent les particules organiques et minérales. Une bonne stabilité des agrégats signifie que les particules du sol ont la capacité de résister à l’érosion hydraulique ou éolienne. Le principe du protocole est basé sur l’attribution d’un score lié à la stabilité des agrégats dans l’eau. Les agrégats sont prélevés à deux profondeurs : 0-2 cm (AggSurf) et 2-10cm (AggSoil). Le score est attribué en fonction du pourcentage de désagrégation ou de dispersion de l’agrégat dans l’eau au cours du temps à travers deux étapes successives. Les agrégats, auparavant séchés à l’air, sont immergés dans l’eau durant 5 minutes (étape 1), puis sont soumis à des aller-retours dans l’eau (étape 2).

Objectif et domaine d’application

Cette méthode évalue la stabilité des agrégats du sol suite à une immersion dans l’eau.

• Brauman A., Thoumazeau A., Félix-Faure J., Rakotondrazafy N., Protocoles Biofunctool® Un set d'indicateurs pour évaluer la santé des sols - CIRAD, IRD 2019-2024

• Von Törne, E., 1990. Assessing feeding activities of soil-living animals. I. Bait-lamina-tests. Pedobiologia 34, 89–101.

• Evgenii L. Vorobeichik *, Igor E. Bergman Modification of the bait-lamina test to estimate soil macrofauna and mesofauna feeding activity - Soil Biology and Biochemistry - https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2023.109047

Préparation du substrat à la gomme arabique

Ajouter goutte à goutte de l’eau déminéralisée au substrat livré dans le pack et mélanger jusqu’à l’obtention d’une pâte homogène de la consistance désirée.

Remplissage des laminas

Remplir les trous des laminas avec le substrat : mettre une noisette de pâte au bout des doigts puis faire glisser en faisant des allers-retours le long de la lamina en appuyant.

Laisser sécher cette première couche quelques heures ou plus.

Re-remplir les trous des laminas par une seconde couche (en séchant le substrat se rétracte) et laisser encore sécher quelques heures.

Répéter cette procédure autant que nécessaire (2 à 5 fois) pour remplir complètement les trous des laminas.

Pose des laminas sur le terrain

Éventuellement, annoter au marqueur indélébile chaque languette des lamina : date, numéro de répétition, site d'expérimentation, type de substrat.

Si le sol n'est pas assez meuble, préparer une fente dans le sol avec un couteau ou un tournevis. Avec le plante lamina y insérer délicatement une lamelle. Appuyer autour de la lamina pour la pincer à la surface du sol.

L’ensemble des trous doivent être dans le sol. Le trou supérieur (voir schéma ci-dessous) est placé juste sous la surface du sol.

Répété l’opération jusqu’à la pose de 8 laminas, chacune espacée de 30 cm sur une ligne. Ajouter des piquets et de la rubalise pour retrouver les laminas.

Au cours du test, vérifier l’état de dégradation des laminas de référence (8ème lamina de chaque point). Si une des laminas de référence est dégradée à 80%, c’est-à-dire lorsque 13 des 16 des trous sont vides, il est temps de récupérer toutes les laminas posées.

Le temps d’incubation au champ varie fortement en fonction du climat, compter en moyenne entre 1 semaine et 1 mois selon les conditions climatiques. En climat tempéré compter environ 2 semaines.

Retirer les laminas

Retirer délicatement les laminas du sol. Pour faciliter la lecture, il est possible de retirer délicatement l’excédent de terre en essuyant à l’aide d’un chiffon. Les laminas de référence sont mises de côté – elles ne seront pas comptabilisées dans les résultats.

Expression des résultats

Score par trou

Attribuer un score à chaque trou de chaque lamina avec le tableau ci-dessous - .

Si la distinction entre sol et substrat n’est pas claire, il peut être nécessaire d’enlever le « bouchon » de substrat à l’aide d’une pointe (crayon ou aiguille) et de vérifier la couleur de la tranche.

Score par lamina

Score par point d'échantillonnage

• Brauman A., Thoumazeau A., Félix-Faure J., Rakotondrazafy N., Protocoles Biofunctool® Un set d'indicateurs pour évaluer la santé des sols - CIRAD, IRD 2019-2024

• Herrick, J.E., Whitford, W.G., de Soyza, A.G., Van Zee, J.W., Havstad, K.M., Seybold, C.A., Walton, M., 2001. Field soil aggregate stability kit for soil quality and rangeland health evaluations. CATENA, Soil aggregation in arid and semi-arid environments 44, 27–35. https://doi.org/10.1016/S0341-8162(00)00173-9

Des volumes d'eau identiques (ici 310ml pour un cylindre de diamètre de 20 cm formant une lame de 10mm de hauteur) sont versés successivement à la surface du sol dans un cylindre. Le temps d’infiltration dans le sol est mesuré pour chaque volume d’eau versé. Il alors possible de calculer le taux d’infiltration de l’eau exprimé en ml.min-1 grâce à la courbe d’infiltration de l’eau à son état d’équilibre.

Prélèvement

Sur chaque point d’échantillonnage, collecter 6 agrégats (jusqu'à 15-20 de préférence) de 6 à 8 mm de diamètre à 2 profondeurs :

- 0-2 cm pour les agrégats de surface (AggSurf).

- 2-10 cm pour les agrégats du sol (AggSoil).

Attention de ne pas les compacter ou les lisser lors du prélèvement.

Sécher les agrégats à l'air dans des barquettes. Penser à noter le nom du point d’échantillonnage et la profondeur de prélèvement.

Généralement, quelques heures suffisent pour le séchage. Dans le cas où les agrégats ne peuvent pas être séchés sur le terrain, il est possible de les transporter dans des petits pots/boîtes avec un chiffon pour éviter de les abimer (attention à être délicat lors du transport !). Cf. l'option transport d'Eïwa shop. Une fois sec, il est possible de les conserver afin de réaliser les mesures plus tard.

Mesure

Disposer 18 agrégats (3 séries de 6 agrégats correspondants à 3 prélèvements) dans les tamis numérotés de 1 à 18 de façon à avoir trois séries : dans les tamis 1-6 les 6 réplicas du premier prélèvement, dans les tamis 7-12 les 6 réplicas du second prélèvement et dans les tamis 13-18 les 6 réplicas du troisième prélèvement.

Remplir un plateau (boîte) avec environ 2 cm d’eau (pour l’instant garder les tamis avec leur agrégat hors de l’eau).

Etape 1

1. T0s : mettre le tamis 1 dans l’eau, si désagrégation totale à l’entrée dans l’eau attribuer un score de 0.

2. T5s : observation du tamis 1 s’il reste entier ou est partiellement désagrégé (> 50%) pas de score, s’il est désagrégé à plus de 50% attribuer un score de 1 (voir tableau)

3. T15s : mettre le tamis 2 = T0s du tamis 2 voir étape 1

4. T20s : T5s du tamis 2 voir étape 2

5. T30s : mettre le tamis 3 = T0s du tamis 3 voir étape 1

Puis revenir au tamis 1 et attribuer un score de 2 seulement si plus de 50% de l’agrégat s’est désagrégé entre temps

6. Continuer à déposer toutes 15s les agrégats et suivre ces 5 étapes jusqu’ à la dépose de l’ensemble des 18 agrégats. L’ensemble de cette étape doit durer 4:45mns

Etape 2

1. A t=5mns, sortir et réintroduire le 1er tamis de l'eau 5 fois (un aller-retour par seconde environ), puis observer à nouveau l'intégrité de l'agrégat et noter selon le pourcentage de sol restant sur le tamis (cf. tableau).

2. Appliquer l’étape 1 sur chaque tamis dans l’ordre de pose, en respectant un intervalle de 15s afin que tous les agrégats soient traités avec le même temps d’immersion dans l’eau (5mns).

Expression des résultats

Mise en place

Insérer le cylindre dans le sol à environ 2-3 cm de profondeur à l’aide d’un marteau et d’une planche en bois.

A l’intérieur du cylindre, enlever délicatement la litière (s’il y en a) sans déplacer le cylindre et couper la végétation apparente sans retirer les racines du sol de cette végétation.

Vérifier « l’étanchéité » entre l’intérieur du cylindre et le sol.

Remplir les 10 verres doseurs de 310 ml d’eau, pour être prêt pour verser l’eau continuellement dans le cylindre.

Mesure manuelle

Poser une feuille ou un sac plastique percé dans le cylindre à la surface du sol afin d’éviter l’effet « splash » (impact des gouttes sur le sol) quand l’eau va être versée.

Verser un verre d’eau de 310 ml dans le cylindre et lancer en même temps le chronomètre.

Verser le second verre d’eau de 310 ml dans le cylindre au moment où le 1er volume de 310 ml est totalement infiltré et noter le temps cumulé affiché par le chronomètre (ne pas arrêter le chronomètre).

Répéter la procédure jusqu’à ce que 10 verres aient été versés ou que 30 minutes se soient écoulées.

La mesure prend fin au bout de 30 min, cependant une mesure Beerkan qui comporte moins de 6 verres infiltrés ne permet pas de calculer de façon fiable une vitesse d’infiltration. La mesure est alors considérée comme étant en dessous du seuil de détection de la méthode. Il est possible de continuer pour infiltrer les 10 verres si vous en avez le temps.

Mesure avec l'infiltromètre automatique

Expression des résultats

Transcrire les données sur un tableur type Excel.

Transformer le temps mesuré en base 10 (exemple : 2 minutes et 30 secondes = 2.5 minutes).

Faire un graphique avec en abscisse (X) le temps cumulé et en ordonné (Y) le volume cumulé (cf. figure ci-dessous)

Tracer la droite de régression Volume = f(temps) seulement sur les points du régime permanent (points à l’état d’équilibre). C’est-à-dire sur les points qui forment une droite (retirer le régime transitoire).

Afficher l’équation de la droite de régression (y = ax + b) et en déduire le taux d’infiltration qui correspond à la pente (« a » correspond à la vitesse d’infiltration de l’eau en ml.min-1)`.

Objectif et domaine d’application

Le potentiel d’infiltration de l’eau dans le sol est particulièrement important dans les agrosystèmes car elle est reliée à des services écosystémiques majeurs comme la limitation du processus d’érosion, le cycle des nutriments et leur disponibilité pour la plante. L’infiltration est largement favorisée par l’activité des organismes du sol, et particulièrement les ingénieurs du sol. La méthode « Beerkan », a pour but de mesurer le potentiel d’infiltration du sol sur le terrain.

• Brauman A., Thoumazeau A., Félix-Faure J., Rakotondrazafy N., Protocoles Biofunctool® Un set d'indicateurs pour évaluer la santé des sols - CIRAD, IRD 2019-2024

• Lassabatère, L., Angulo-Jaramillo, R., Soria Ugalde, J.M., Cuenca, R., Braud, I., Haverkamp, R., 2006. Beerkan Estimation of Soil Transfer Parameters through Infiltration Experiments—BEST. Soil Science Society of America Journal 70, 521–532.

• Capowiez, Y., Bottinelli, N., Sammartino, S., Michel, E., Jouquet, P., 2015. Morphological and functional characterisation of the burrow systems of six earthworm species (Lumbricidae). Biol Fertil Soils 51, 869–877.

Cette méthode permet de mesurer la quantité de carbone oxydé par du permanganate. De la terre fine sèche est mise en contact avec une solution aqueuse de permanganate de potassium (KMnO4) diluée à 0.02 M. Le permanganate (MnO4) est un oxydant qui réagit avec les formes les plus facilement oxydables de matière organique en convertissant le Mn (VII) violet en Mn (II) incolore. L’absorbance (550 nm) de la solution (intensité de la coloration violette) est proportionnelle à la concentration en permanganate non réduit. Plus l’absorbance est faible, plus la quantité de carbone labile du sol est élevée.

Mode d'emploi

1. Mettre l'appareil sous tension, attendre environ 5 s avant que ne s'affiche le logo.

2. L'écran affichera la tension de la batterie et indiquera le cas échéant de la mettre en charge pour éviter de l’endommager. Pour recharger la batterie il faut brancher l'appareil sur une source de courant 5 volts avec un câble micro USB (chargeur de smartphone p ex). Il faut également mettre l'interrupteur sur On. La led rouge visible depuis la petite fenêtre ronde du capot indique l'état de la charge (led fixe : batterie en charge).

3. Si le mode est placé dans le boitier, l'écran indique "Retirez mode", il faut donc enlever le mode pour pouvoir continuer. (NB: le "mode" est cette pièce qui se place dans le compartiment de la cuve du spectrophotomètre et qui permet grâce à un programme ingénieux de contrôler l'appareil ).

4. Ensuite l'écran indique "Activation " pendant ce temps saisissez la cuvette du blanc.

5. Puis puis "insérer BLANC" s'affiche. Insérer une cuve de spectrophotomètre contenant de l'eau déminéralisée.

6. L'appareil détecte le blanc, réalise l'étalonnage et indique "BLANC ok".

7. Insérer ensuite une cuve à mesurer. La longueur d'onde par défaut est 550 nm (POXC).

8. Les mesures se feront en boucle sur cette longueur d'onde. Une fois avoir placer une cuve avec sa solution colorée attendre que s'affiche le résultat.

9. Pour sélectionner une longueur d'ondes particulière insérer alors le mode.

10. L'appareil indique "Mesure en cours" puis "Choix du lambda".

11. et "Choisir lambda = 450nm ?" puis successivement 500 ?, 550 ?, 570 ?, 600 ?, 650 ?.

12. Lorsque apparait la longueur d'onde désirée enlever le mode (p. ex. 570nm pour SituResp® ). Les mesures se feront en boucle sur cette longueur d'onde. Une fois avoir placer une cuve avec sa solution colorée attendre que s'affiche le résultat.

13. Si vous ne retirez pas le mode l'appareil continue de proposer en boucle les 6 longueurs d'onde.

14. Si le code a été modifié en conséquence, à l'étape 6 si à la place d'insérer le mode vous placez une cuve à analyser, alors les mesures se feront aussi successivement aux 6 longueurs d'ondes.

Spécifications de l'appareil

• capteur AS7262 et led LTH5MM12VFR4400

• microcontrôleur DFRobot Fire Beetle DFR0478

• accumulateur Lithium LP 103454 3.7 v

• écran OLED 0,96"

• alimentation et recharge de l'accumulateur via le port micro USB avec un chargeur 5 v

• dimensions et masse: 100 x 66 x 40 mm, 130 g

• 2 parties: le boitier et le mode (sélecteur de longueur d'onde)

• 6 longueurs d'ondes sélectionnables de 450 à 650 nm.

Plus de détails sur DIY Pecnot'Lab

Précautions d'usages

Versions, licence et attribution

SCOP SAGNE en 2024 avec 3 versions successives dans le cadre des productions du Pecnot'Lab à partir de la version originale de ONBIOS (2018).

historique des versions

attribution:

Principe

Instrument d’évaluation de respiration basale du sol, par accumulation de CO2 dans des chambres d’incubation. L’invention comporte l’appareil de mesure : « respiromètre » et la chambre d’incubation, les deux éléments sont découplés. Il est ainsi possible de réaliser plusieurs incubations d’échantillons de sol dans différentes chambres, et de lire l’ensemble au moyen d’un appareil unique.

L’instrument fonctionne autour d’un capteur CO2 proche infra-rouge (Sensirion SCD30), permettant des mesures fiables à faible coût. Les chambres d’incubation sont adaptées de verrines du commerce au moyen d’une pièce imprimé en 3D.

Objectif de l'instrument

SituResp®, l’indicateur de référence Biofunctool® pour la mesure de respiration basale, pâtit d’une certaine lourdeur opérationnelle. La préparation du gel et la conservation des cuvettes sont délicates, il y a nécessité d’effectuer deux lectures de chaque échantillon (t0 et t24h), le protocole est dépendant de matériel de laboratoire et d'un approvisionnement en fournitures (cuvettes, réactifs). La méthode de référence ISO16072:2002 (titration à la soude), n’est pas déployable sur le terrain et requiert quelques compétences de laboratoire, deux points incompatibles avec l’approche Biofunctool®. Les avancées technologiques dans le domaine de la mesure proche infrarouge (NIR), ont rendu accessible au grand public des capteurs CO2 destinés au suivi de qualité de l’air. Ces systèmes sont proposés à faible coût (moins de 100€) et sont suffisamment fiables pour réaliser des mesures de respiration. Les capteurs SensAir K30 ou Sensirion SCD30 ont ainsi déjà largement été détournés par des scientifiques pour réaliser des chambres de respiration InSitu et des incubateurs pour des mesures de flux. Ces systèmes connus utilisent cependant un capteur CO2 par chambre, ce qui est limitant sur le nombre d’échantillons analysables en parallèle ou alors sur le coût de chacune des chambres d’incubation, devant être équipée d’un capteur et d’un dispositif d’enregistrement des données. Ce type de chambres, équipées de capteurs, se prête donc mieux à des mesures de flux, relativement courtes (quelques minutes à quelques heures) et à fréquences moyennement élevées (plusieurs mesures par minutes). Dans cette configuration les échantillons sont traités les uns à la suite des autres, en série.

L’objectif de l’instrument développé ici, est d’effectuer une unique mesure de CO2 cumulative après un ou plusieurs jours d’incubation. Équiper chaque chambre d’un capteur semble donc démesuré et non adapté au nombre d’échantillons à traiter en parallèle (plusieurs dizaines). L’instrument présenté sépare donc l’incubation de l’échantillon de l’appareil de mesure.

Avantage de l'appareil

Mode d'emploi

Calibration du capteur CO2

Il est recommandé de calibrer le respiromètre avant chaque utilisation (une utilisation étant un ensemble de mesures) afin d’éviter une dérive du capteur CO2 dans le temps ou selon les conditions d’utilisation. Cette calibration prend comme référence la concentration CO2 moyenne actuelle de l’atmosphère (env. 400ppm).

• Placer le switch sur la position "calibration"

• Placer le respiromètre à l’extérieur dans un endroit sans pollution par des émissions directes de CO2.

• Allumer le respiromètre.

• Laisser le respiromètre à l’extérieur et s’éloigner pour éviter de contaminer l’environnement immédiat par votre respiration.

• Après 2min, le buzzer émet un son. Il est alors possible de saisir le boitier et de commencer les mesures.

• Pendant la série de mesures il est possible d'éteindre puis de rallumer l'appareil, veillez cependant à placer le switch en position "mesures". La calibration effectuée restera valable.

Lecture des chambres

Vérification du dispositif de lecture

• Contrôler les valeurs de concentration de CO2 sur l'écran et/ou lancer l’application Sensision My Ambiance, s’assurer le que Bluetooth du téléphone est actif, et allumer le respiromètre (interrupteur ON sur le côté).

• Dans l’application choisir « SCD-Gadget xx :xx » puis dans l’onglet « dashboard » (fig. 9) et vérifier que l’instrument indique une concentration CO2 cohérente

  o Il faut jusqu’à 30-60s pour stabiliser la mesure

  o En extérieur la concentration devrait être 400±35ppm ; en intérieur entre 400 et 1000 selon l’aération de la pièce.

• Éteindre l’instrument (interrupteur OFF). Il perd alors la communication avec le téléphone.

Mesure de la concentration de CO2 d'une chambre

Après le temps d'incubation, sortir l’ensemble des chambres de l’incubateur.

• Après avoir calibré l'appareil pour une série de mesures, prendre une chambre et enlever le tuyau reliant l’entrée et la sortie du passe-parois.

• Emmancher immédiatement les deux tuyaux du respiromètre sur le passe paroi : l’entrée du respiromètre (tuyau coté interrupteur) vient sur l’entrée de la chambre (« IN »).

• Allumer le respiromètre (interrupteur sur ON) , lisez la valeur affichée à l'écran ou ouvrir l’application MyAmbiance.

  • Allez dans l'onglet "plot" puis "co2" et "live"

  • Zoomer avec deux doigts pour obtenir une échelle de ~2min

  • Observer l’évolution de la courbe CO2 et attendre que la concentration se stabilise (env. 1-2min) fig. 37 et 38

  • Une fois la valeur stabilisée, lisez la concentration à l'écran du boitier ou retournez sur l'onglet "dashboard" et enregistrez cette valeur "plateau", c'est votre résultat de mesure à 35 ppm près.

• Déconnecter le respiromètre de la chambre et attendre que la concentration de CO2 redescende à celle de la pièce (~30-60sec) pour purger l’instrument !

• Éteindre le respiromètre (interrupteur sur OFF)

Répéter l’ensemble de ces étapes pour l’échantillon suivant. La zone de graphique devrait conserver l’échelle ~2min paramétrée la première fois.

MyAmbiance offre la possibilité d'exporter la série de mesures dans des fichiers csv.

Spécifications

L’instrument comporte ainsi deux éléments distincts :

• Un appareil de lecture

• Une, ou plusieurs, chambre d’incubation

L’appareil de lecture fonctionne autour des composants principaux suivants :

• Un capteur CO2 NIR, Sensirion SDC30

• Un microcontrôleur ESP32, carte uPesy wroom Low Power DevKit 1.2

• Une mini pompe à air 3-5V, 0.8L/min

• Une batterie LiPo 2000mAh

Remarques et précautions d'usages

Versions, licence et attribution

SCOP SAGNE en 2019 pour la V1 - prototype

SCOP SAGNE et IRD en 2023 pour la V2 - version non aboutie

SCOP SAGNE juillet 2024 pour la version actuelle du Respiromètre Exsitu

attribution

Principe

L'agitateur permet de fixer 4 piluliers ou tubes Falcon qui seront agités selon un programme prédéfini.

• pour le POXC: 2 minutes d'agitation et 10 minutes de repos

• pour Nmin H2O: 5 minutes d'agitation et 1 minute de repos

L'agitateur indique son état par un système de signaux sonores et lumineux.

Mode d'emploi

1. Choisir le programme (un sélecteur sur le haut de l'agitateur permet de choisir Poxc ou Nmin)

2. Brancher l’agitateur à une source 12V

3. Clipser le pilulier ou le Falcon 50ml sur le poste « 1 » (numéro gravé sur le dessus) en appuyant de face.

4. Appuyer sur le bouton #1 pour lancer l’agitation

5. Faire de même pour les postes 2, 3 et 4.

6. Le programme s’exécute et traite les échantillons indépendamment.

7. Lorsque les 3 bips courts sonnent, le premier échantillon est prêt. La LED verte le signale.

8. Le retirer délicatement pour ne pas mettre le contenu en suspension. Faire glisser le pilulier ou le tube Falcon vers le haut peut faciliter l’opération.

9. Faire de même pour les postes 2, 3 et 4.

Signification des signaux sonores et lumineux

POXC

• 2min d’agitation (fréquence d’agitation 1 sec)

• 10min d’attente (sédimentation) : led rouge allumée.

• Deux bips longs 3min avant la fin de la phase d’attente du premier échantillon.

• Clignote en vert 45s avant que l’échantillon ne soit prêt à être analysé.

• 3 bips courts lorsque l’échantillon est prêt à être analysé (led verte allumée)

Nmin

• 5min d’agitation

• 1min d’attente (led rouge allumée)

• 3 bips courts lorsque l’échantillon est prêt à être analysé (led verte allumée)

Spécifications de l'appareil

• microcontrôleur Nano V3.0 Mini Carte USB ATmega328

• 4 servomoteurs SER0053

• alimentation 12 à 35 V fiche 5.5/2.1

• matériaux: plastique PLA

• dimensions et masse: 150 x 100 mm, 190 g

Remarques

Précautions d'usages

Licence et attribution

Ce robot permet d’automatiser les séquences d’immersions du Slake Test pour que l’opérateur puisse s’occuper uniquement de la notation.

Mode d'emploi

1. Le bouton permet de lancer la mesure. Les instructions, et les scores, sont affichés sur le petit écran OLED.

2. Connecter le robot à une source d’alimentation 12V DC (entre 12V et 36 v). Il se met en marche et le palonnier est en position haute.

3. Préparer les tamis

4. Nettoyer le bac et mettre de l’eau propre

5. Mettre un agrégat (≈8mm de Ø) dans chaque tamis

6. Lancer la mesure en appuyant sur le bouton et suivre les instructions de l’écran.

7. A chaque invitation sonore vous observerez l'état des agrégats et noterez le cas échéant le score de chacun comme indiqué sur l'écran et dans le .

8. A la fin de la mesure (après la séquence des 5 immersions), faire un appui prolongé sur le bouton, le palonnier est en position haute, les tamis et le bac à eau peuvent être retirés.

9. Nettoyer le bac à eau et les tamis, placer de nouveaux agrégats.

10. Un appui bref déclenche la nouvelle mesure.

Spécifications de l'appareil

• alimentation auxiliaire 12/36V 3A, fiche CI415 (5.5/2.1)

• micro contrôleur arduino nano V3

• servomoteurs MG 90S

• écran OLED 0,96"

Précautions d'usage

Versions, licence et attribution

SCOP SAGNE Jacques THOMAS 2019 - révisé Nicolas DESCHAMPS 2023

attribution

Principe

Une sonde à pression est placée près du sol (à 2 ou 3 mm de hauteur) à l'intérieur d'un espace délimité par un cylindre métallique enfoncé de 2 à 3 cm dans le sol. Cette sonde commande une vanne qui s'ouvre quand le niveau d'eau est en dessous de la sonde. La vanne est alimentée par un réservoir conçu selon le principe du vase de Mariotte (la pression d'eau au niveau de la vanne est constante). L'eau se déverse sur la surface délimitée par le cylindre au travers d'un pommeau d'arrosoir.

Le dispositif enregistre sur une carte microSD les volumes versés et le temps passé. Le programme calcul lui même le coefficient de conductivité hydraulique K exprimé en mm/h.

Avantage de l'appareil

• L'instrument est simple et peut même être autoconstruit (sur le mode DIY)

• Il se déploie facilement sur le terrain et malgré le nombre de pièces (6), il se transporte d'une façon compacte dans le fût qui sert de support au réservoir.

• Le protocole est strictement identique à celui de la méthode manuelle. L'effet "colonne d'eau" est même limité. Il permet en outre de mieux enregistrer la cinétique de l'infiltration.

• Pas "d'effet splash" grâce au pommeau d'arrosoir.

• Instrument économique par rapport à ce qui existe sur le marché.

Enfin il libère beaucoup de temps pour l'opérateur, surtout quand on mesure des infiltrations très faibles.

Mode d'emploi

Mise en place du dispositif

1. Nettoyer la surface où est réalisée la mesure : enlever les résidus de culture, couper aux cisailles à herbes la végétation.

2. Positionner le cylindre (éviter les cailloux), et l’enfoncer d'environ 2-3cm à l’aide du maillet et du tasseau. Le tasseau permet de repartir la frappe sur le cylindre et de ne pas déformer le cylindre en acier inoxydable.

3. Placez l'ensemble pommeau et vanne sur le cylindre. Placer le réservoir d'eau (blanc) en hauteur sur le fût de transport (fût bleu). Connecter la vanne au réservoir avec les raccords rapides. Remplir le réservoir d'eau au maximum et visser le couvercle (rouge) hermétiquement.

4. Piquer la sonde dans le cylindre, au plus proche du sol sans être enterrée (2-3mm) la sonde posée au sol permet de maintenir cette distance (ne pas l'enfoncer). Maintenez aussi la sonde contre le cylindre avec la pièce métallique qui s'aimante de part et d'autre de la tôle du cylindre (la sonde dispose de 3 aimants).

5. Connecter le boitier électronique à la vanne.

Lancement de la mesure

1. Vérifier que la carte microSD est bien présente.

2. Allumer le boitier : bouton ON/OFF rouge en façade.

3. Vérifier la date et l’heure au lancement. Celle-ci n’est pas paramétrable sur le terrain. Se reporter au tutoriel de réalisation pour la mise à jour.

4. Vérifier le niveau des batterie (idéalement autour de 12V)

5. Appuyer une première fois sur l’encodeur rotatif en bas à droite pour quitter l’écran d’accueil.

6. Choisir le numéro de parcelle (entre 0 et 255) en tournant l’encodeur, puis valider le choix en appuyant dessus.

7. Choisir la lettre de réplicat (A à E) suivant la même procédure.

8. Vérifier le nom de fichier créé : format BRK_#parcelle_$replicat.csv

9. Appuyer pour lancer la mesure

Pendant la mesure

• L’instrument est automatique, une fois installé, aucune intervention de l'opérateur n’est requise. Il est cependant conseillé de vérifier pendant celle-ci ou à minima à la fin, que tout s'est bien déroulé : sonde en place, pas de fuites, niveau d’eau dans le bidon…

  • Un appui long sur l’encodeur pendant la mesure y mettra fin. Un appui court éteint le LCD

  • Après chaque volume versé: l’écran indique (fig. 1):

    • Le volume en cours d’infiltration (jusqu’à 10; ici 5)

    • Le temps entre deux volumes (Dt en secondes ; ici 57)

    • Le temps cumulé depuis le démarrage de la mesure.

  • A la fin de la mesure : 30min ou 10 volumes atteints (fig. 2)

    • Le temps total de la mesure (ici 3min3s)

    • Le nombre de volumes versés (ici 10)

    • La conductivité hydraulique K[mm/h] calculé entre le 3em et le dernier volume versé (ici K = 7729 mm/h)

Enregistrement de la mesure

L’instrument met en mémoire sur la carte microSD trois fichiers :

• K_ardui.csv (fig. 3) : Un fichier unique qui sauvegarde sur une ligne horodatée (col. 1 & 2) et labelisée (col 3 : parcelle ; col 4 : réplicat) le résultat K en mm/h calculé par l’arduino (col 7). Sont également gardé en mémoire le temps total de mesure en secondes (col 5) et le nombre de volumes de 310ml déversés (col. 6).

• K_BFT.csv (fig. 4): Un fichier unique, horodaté pour chaque mesure (header jaune), qui conserve le cumul de hauteur d’eau (col. 5) et de temps cumulé (col. 4) pour chaque volume versé (col. 3). Il est équivalent aux notes que prendrait un utilisateur effectuant la méthode beerkan à la main.

• BRK_#_$.csv (ex : BRK_1_A.csv – fig.5). Pour chaque mesure sont sauvegardés la hauteur d’eau (col 5) et le temps d’infiltration (col. 4) dans un fichier CSV différent. L’état de la vanne (col. 6 ; 0 : fermée ; 1 : ouverte) et le volume auquel correspond le couple temps/hauteur d’eau (col. 3) sont également enregistrés. Le header jaune horodate et labélise le fichier.

Spécifications

• Arduino Nano V3.0 Mini Carte USB ATmega328

• Capteur piezo mpx5004dp

• vanne G3/4" DC12V

• voltmètre Digital DC

• microSD Card

• 3 accumulateurs 18650 3.7V 9900mAh

• baril 10L

• fût de transport 30L

contenu du pack:

• Réservoir de 10L avec dispositif Mariotte

• Pommeau d'arrosoir et électrovanne se plaçant sur un cylindre de 20 cm de diamètre

• Cylindre de 20 cm de diamètre en acier inoxydable

• Boitier électronique avec sonde à pression

• Tuyau de liaison réservoir/vanne avec raccords rapides

• Chargeur secteur 12 V DC

• Fût pour support du réservoir et rangement (30 L)

Remarques et précautions d'usage

Versions, licence et attribution

SCOP SAGNE - IRD - CIRAD en 2023 pour la V1, révision SCOP SAGNE 2024 pour la V2

attribution:

Spécification

• modèle CX 1201

• marque: Compass

• fabricant : Ohaus Corporation (USA)

• masse maximale: 1200 g

• résolution 0,1 g

• alimentation: 3 piles LR6 (AA)

• possibilité d'utiliser un transformateur secteur délivrant une tension de 5 V et une intensité de 1A (non fourni).

• dimensions: 14 x 20 x 4 cm

• masse: 508 g

• plateau en acier inoxydable

• insert de protection en plastique pour le transport

Mode d'emploi

• Retirer l'insert de protection de transport en plastique pour utiliser la balance.

• Retirer le couvercle des batteries pour insérer les piles.

• Pour allumer, appuyez sur le bouton à droite de l'écran

• Appuyez sur le bouton à gauche de l'écran pour changer d'unité; Appuyez longuement pour commencer l'étalonnage.

• Étalonnage: se référer au mode d'emploi en français livré avec l'appareil.

• Rétroéclairage: se référer au mode d'emploi en français livré avec l'appareil.

• Entretien:

  • Les surfaces extérieures de l'appareil peuvent être nettoyées avec un chiffon humidifié et un détergeant doux. N'utilisez pas de solvant, de produits chimiques agressifs, d’ammoniaque ou d'agents de nettoyage abrasifs.

  • Enregistrer votre balance sur Enregistrement de garantie sur le site web www.ohaus.com/support

  • Pour les problèmes techniques, contactez un agent de service agréé Ohaus. Veuillez visiter notre site Web www.ohaus.com pour localiser le bureau Ohaus le plus proche.

Remarques et précautions d'usage

• N'utilisez la balance que dans des endroits secs.

• N'utilisez pas la balance dans des endroits dangereux.

• Ne laissez pas tomber ou ne surchargez pas la balance

• Lors de l'utilisation de la balance sur le secteur, n'utilisez que le courant alternatif et l'adaptateur spécifié par Ohaus.

• Ne jamais transporter la balance sans insérer l'insert de protection en plastique.

Spécifications:

• volume variable 500-5000 µl

• verrouillage du volume

• résiste aux UV

• autoclavable

• pression requise sur le piston très faible

• prod Cat N°: M016571

• livrée avec un certificat de calibration et une notice complète

Description:

Fabriquée avec des matériaux de haute qualité, la micropipette monocanal Grosseron Collection garantie une durabilité accrue et une prévention contre la corrosion chimique et physique. Elle offre une prise en main optimale grâce à sa conception ergonomique. Le piston magnétique permet des résultats précis et répétables. L'éjection de la pointe ne demande aucun effort grâce au mécanisme d'absorption des chocs. La position de blocage et déblocage permet de verrouiller le volume évitant ainsi toute dérive accidentelle.

Matériel destiné à réaliser des mesures demandant une phase d'incubation sans avoir recourt à un incubateur de laboratoire. La température est réglée à 28 °C pour les besoins de la mesure de la respiration, mais elle pourrait être modifiée en changeant le programme du micro contrôleur.

Principe

Deux sondes thermiques placées dans la boite isotherme (au centre de la boite et au niveau du refroidisseur inférieur) permettent de réguler le fonctionnement du module peltier selon la température programmée. Les ventilateurs placés sur les refroidisseurs du peltier permettent de dissiper la chaleur. Le ventilateur dans la boite isotherme est fait pour brasser l'air et homogénéiser rapidement la température. Ce ventilateur peut être placé en marche forcée avec interrupteur placé sur le boitier.

Mode d'emploi

Brancher l'appareil sur une alimentation 9 V 3 A

Placer les bocaux à incuber.

Fermer le couvercle en polystyrène.

L'écran indique le cumul de temps de fonctionnement et la température au niveau des 2 sondes (près du module chauffant et au milieu de l'enceinte).

L'appareil va réguler sa température autour de 28°C.

Remarques et précautions d'usage

Spécifications

• boite en polystyrène d'un volume de 5 L

• micro contrôleur arduino nano

• module peltier 12 V 6 A

• ventilateurs

• sondes thermiques DS18B20+

• alimentation 9V 3A

• boitier en PLA

• dimensions intérieures: 25 x 19 x 14 cm

• dimensions extérieures: 36 x 25 x 19 cm

Performance

L'appareil selon les conditions extérieures, est capable de maintenir une température de 28°C +/- 0.4 °C

Version, licence et attribution

version SCOP SAGNE Jacques THOMAS 2021

montage et note de version

attribution

Spécifications

• Technologie LiFePO4 au lithium phosphate de fer

• Capacité 12,8 V 6,5 Ah 83,2 Wh.

• Température d'utilisation de 0 à 60 °C

• Température de stockage de -10 à 60 °C

• Masse: 760 g

• Dimensions L.l.h: 16 x 9 x 4,3 cm

• Sortie DC5521 : 14,6 V-9 V (nominal : 12,8 V) / 5 A max

• Sortie DC4017 : 9 V/2 A max

• Sortie USB 5 V : 5 V/2 A max

• Indicateur de niveau de charge

• Livré avec câbles 12 et 9 volts et chargeur secteur

Sécurité