Voir aussi le cahier des protocoles Biofunctool® (téléchargement dans la rubrique Références)
Le but de cette mesure est d’évaluer la dynamique des nutriments disponibles dans le sol grâce à l’utilisation de membranes échangeuses d’ions, qui adsorbent les nutriments de la solution du sol. Ces ions proviennent de sources diverses : diffusion dans le sol (amendement par exemple), échange sur les capacités d'échange du sol (anionique et cationique), libération par la minéralisation de la MO, dissolution d'élément minéraux, proximité avec des fabacées, etc... En échangeant et stockant les ions de la solution du sol, les membranes permettent d'avoir un aperçu de la quantité d'ions disponibles pour les plantes sur la durée d'incubation au champ. Elles « miment l'action des racines des plantes ».
Les membranes échangeuses d'ions vont permettre d'adsorber les ions présents dans la solution du sol. Leur désorption permettra ensuite de les doser.
Quatre étapes vont se succéder:
saturer la membrane d’ions.
enfouir la membrane saturée dans le sol 2 à 3 semaines. Durant ce temps la membrane cherchera à s’équilibrer avec la solution du sol en adsorbant des ions à sa surface.
retirer la membrane du sol et désorber les ions adsorbés dans une solution concentrée de KCl.
doser les ions nitrates (NO3-) et ammonium (NH4+) en solution.
30 Membranes échangeuses d’anions (60mm x 20mm)
30 Membranes échangeuses de cations (60mm x 20mm)
Pour charger les membranes et les transporter :
1 pot de 42g de Bicarbonate de sodium NaHCO3 (pour 1l de solution)
1 pot de 29,22g de Chlorure de sodium NaCl (pour 1l de solution)
60 Sachets zip (90mm x 60mm)
Pour la pose sur le terrain
1 aiguille
Un rouleau de Fil de pêche (100m)
Pour l’extraction
3 pots de 74,55g de Chlorure de potassium KCl (pour 3 x 1 litre de solution)
60 Tubes falcon 50ml
60 Filtres PES 0,2µm
60 Seringues 10ml avec aiguilles stériles
60 Vacuettes à vide sans additif 9ml
Pour charger les membranes
Fiole jaugée 1 litre
Pissette 250ml
2 Bouteilles 1 litre à col large
Sur le terrain
60 piquets jalons de 42cm en PEHD (30 de chaque couleur)
30 étiquettes en polyuréthane haute densité pour identifier vos stations
Pinceau
Pince à bouts plats
Pour l’extraction
3 Portoirs pour 25 tubes falcon
agitateur rotatif
truelle
eau déminéralisée (si un arrosage est prévu: 310 ml/pts)
cylindre (p. ex. Beerkan)
gants
ciseaux
glacière et pains de glace
réfrigérateur pour la conservation des échantillons
Afin de charger les membranes il faut préparer 1 litres de solution par lot d’environ 30 membranes :
· Membranes anioniques. Pour 1 litre de solution de NaHCO3 à 0.5M :
- Dissoudre le NaHCO3 (pot de 42 g) dans une bouteille de 1L à col large avec environ 800ml d’eau distillée (attention à ne pas mettre plus de 1L d’eau !).
- Ajuster à 1L avec de l’eau déminéralisée jusqu’au trait de jauge à l'aide de la pissette.
· Membranes cationiques. Pour 1 litre de solution de NaCl à 0.5M :
- Dissoudre le NaHCO3 (pot de 29.22g) dans une bouteille de 1L à col large avec environ 800ml d’eau distillée (attention à ne pas mettre plus de 1L d’eau !).
- Ajuster à 1L avec de l’eau déminéralisée jusqu’au trait de jauge à l'aide de la pissette.
Manipulez les membranes découpées avec des gants, et à l’aide d’une aiguille transpercer le bout de la membrane et y insérer un fil de pêche d’environ 40/50cm de longueur.
Mettre les membranes préparées (environ 30/L) avec le fil dans les solutions de saturation :
- NaHCO3 pour les membranes anioniques (-)
- NaCl pour les membranes cationiques (+)
Laisser les membranes au minimum 24h dans leur solution respective et au frais.
Pour vous rendre sur le terrain, garder si possible les membranes au frais dans une glacière avec des pains de glace (éviter le contact pain de glace-membrane). Utiliser des gants lors de la manipulation.
Éventuellement et pour faciliter les manipulations, mettre chaque membrane dans des sachets zip (60x120mm) individualisés avec un peu d’eau distillée (ou de solution de saturation) afin d’éviter que la membrane s’assèche, et étiqueter pour identifier la station.
Creuser un trou jusqu’à 8 cm de profondeur en veillant à perturber le moins possible le sol que l’on va replacer au-dessus de la membrane. Placer une membrane horizontalement dans le trou à l’aide d’une pince. Les membranes anioniques et cationiques doivent être proche, environ 10cm l’une de l’autre, sans jamais se chevaucher.
Reboucher le trou doucement en veillant à perturber le moins possible le sol. Puis attacher le fil de pêche (relier à la membrane) à un piquet en surface.
Veiller à ne pas tirer sur le fil de pêche pour ne pas briser la membrane.
Pour faciliter le repérage, la membrane anionique peut être relié à un piqué de couleur différente de celui relié à la membrane cationique.
Si la zone d’échantillonnage est très sèche, humidifier avec de l’eau déminéralisée. La quantité apportée doit être strictement la même sur chaque membrane et chaque point d’échantillonnage. Veillez aussi à utiliser un cylindre pour standardiser la surface de contact du volume d’eau distillée apporté.
Attention au piétinement et au passage des engins agricoles. Attention également au développement de la végétation qui peut masquer les jalons. Dans l'idéal géoréférencez le point avec un GNSS RTK avec une précision centimétrique.
Laisser les membranes au champ pendant au minimum une semaine. Noter la pluviométrie ainsi que le temps d’incubation.
Le temps total d’incubation est variable d’une zone climatique à une autre. La pluviométrie est un facteur important à prendre en compte. Plus le sol est humide et la pluviométrie importante, plus l’incubation peut être courte. Au contraire, si le sol est sec pendant la période d’incubation, il est conseillé d’arroser à l’eau distillée avec un même volume et avec un cylindre, chaque membrane. L’intensité et la fréquence de l’arrosage doit être adapté selon les contextes pédoclimatiques.
Récupérer une membrane dans le sol en suivant le fil de pêche (sans le tirer), éviter le plus possible de perturber la membrane. Enlever le plus de particules de sol possible en secouant délicatement la membrane et brossant délicatement la membrane avec un pinceau ou une brosse à dent.
Couper le fils de pêche avec des ciseaux puis mettre la membrane dans un Falcon contenant 35 ml de solution d’extraction (KCl 1M).
Bien refermer et noter le nom de la station, le type de membrane (+ ou -) et la date de retrait.
Si la membrane est détériorée ou coupée, mesurer sa taille et ajuster le calcul des résultats en conséquence.
La solution d’extraction est la même pour les membranes anioniques et cationiques.
Pour 1 litre de solution de KCl à 1M :
- Dissoudre 74.55g de KCl avec de l'eau déminéralisée dans la fiole jaugée de 1L.
- Ajuster jusqu’au trait de jauge.
Agiter les tubes avec un agitateur durant 16h à 100 rpm à 30°C. S’il n’est pas possible d’utiliser un agitateur, on peut réaliser l’agitation à la main durant 5min / membrane, en respectant le même rythme d’agitation : 1 mouvement par seconde.
Prélever environ 8-9 ml de solution avec une seringue propre.
Disposer un filtre PES 0.2 µm et l’aiguille sur la seringue.
Percer le septum d’une vacuette 9ml sous vide et injecter le contenu à travers le filtre.
Les vacuettes sont marquées d’une jauge à 9 ml, veiller à ne pas la dépasser pour ne pas mettre sous pression positive l’intérieur de la vacuette et voir s’envoler le bouchon (surtout si les échantillons son congelés).
Conserver ces solutions à l’abri de la lumière et au frais (réfrigérateur, 4°C) jusqu’à l’analyse.
Analyser en laboratoire les anions et cations ciblés dans la solution . Classiquement nitrate et ammonium (NO3- et NH4+ respectivement).
Où :
Ions adsorbés (µg.cm-2.d-1) : Moyenne des ions adsorbés par jour sur la membrane.
Res Lab(µg.L-1) : résultats de l’analyse de laboratoire
Vol Extractant(L) : volume de la solution d’extraction (0.035)
Surf Mbrane (cm2) : surface de la membrane
Durée incub (jour) : durée d’incubation dans le sol
Ajuster la surface si la membrane a subi une détérioration sur le terrain.
Brauman A., Thoumazeau A., Félix-Faure J., Rakotondrazafy N., Protocoles Biofunctool® Un set d'indicateurs pour évaluer la santé des sols - CIRAD, IRD 2019-2024
Le Cadre, E., Kinkondi, M., Koutika, L.-S., Epron, D., Mareschal, L., 2018. Anionic exchange membranes, a promising tool to measure distribution of soil nutrients in tropical multispecific plantations. Ecological Indicators 94, 254–256. https://doi.org/10.1016/j.ecolind.2018.06.041
Qian, P., Schoenau, J.J., 2002. Practical applications of ion exchange resins in agricultural and environmental soil research. Can. J. Soil. Sci. 82, 9–21. https://doi.org/10.4141/S00-091