Résumé

Cette mesure permet d’évaluer la stabilité des agrégats sur sol humide. Un volume de sol est soumis à des conditions de saturation en eau suivi d’une désagrégation mécanique. Le diamètre moyen pondéré des agrégats récoltés est alors mesuré.

Questions posées

Quel est le comportement physique des agrégats du sol lorsque le sol est humide ?

Sources

Méthode inspirée par Le Bissonnais, Y., & Le Souder, C. (1995). Mesurer la stabilité structurale des sols pour évaluer leur sensibilité à la battance et à l'érosion. Etude et Gestion des sols, 2(1), 43-56

Principe

Les agrégats du sol qui vont se désagréger facilement lorsque le sol est humide vont perdre de leur matière sous l’action de la pluie. Leurs diamètres seront alors diminués et des particules fines seront perdues. La mesure vise à reproduire en laboratoire l'effet de l'érosion hydrique. Des agrégats de tailles comprises entre 3,15 mm et 5 mm sont premièrement immergés dans de l’éthanol afin de les humecter. Ensuite on remplace l’éthanol par de l’eau puis on secoue le flacon. Suite à cette désagrégation mécanique la taille des particules aura diminué. On pèse alors la masse des agrégats selon trois classes de tailles.

matériel

• petite pelle

• boite rigide

• balance analytique 0,0001g

• étuve

Réalisation de la mesure

1. Prélever environ 100 g de terre dans sa partie supérieure (en dessous de la croûte ou de la litière).

2. Transporter jusqu’au laboratoire dans une boîte rigide.

3. Mettre à sécher à l’air ambiant et ventilé. Durant cette période de séchage, les plus grosses mottes peuvent être périodiquement brisées manuellement.

4. L’échantillon est ensuite passé au tamis et les agrégats de 3,15 mm à 5 mm sont prélevés pour le test.

Traitement des données

La masse de la fraction < 1 mm est calculée par rapport au poids initial : M<1 (g) = Mi – M5-3,15 - M3,15-1

Le pourcentage de chaque fraction est mesuré par rapport à la masse initiale de l’échantillon (Mi). Ainsi le pourcentage de chaque fraction F(%) est calculé selon la masse de la fraction MF par la formule suivante:

Interprétation des résultats

Les mesures sont placées dans un triangle représentant le pourcentage des trois fractions.

Utilisez le tableur « Stabilité des agrégats ».

Références

• Le Bissonnais, Y., & Le Souder, C. (1995). Mesurer la stabilité structurale des sols pour évaluer leur sensibilité à la battance et à l'érosion. Etude et Gestion des sols, 2(1), 43-56

• Norme AFNOR NF X 31-515, Juin 2005 – Mesure de la stabilité des agrégats de sols pour l’évaluation de la sensibilité à la battance et à l’érosion hydrique

• Manuel de laboratoire, Stabilité structurale - Université de Neuchâtel, 2007

Résumé

« Le diacétate de fluorescéine (FDA) est une molécule qui peut être hydrolysée par de nombreuses enzymes dont les estérases, les protéases et les lipases microbiennes. L’hydrolyse de la FDA est donc une activité enzymatique généraliste, avec un spectre d’action beaucoup plus large que d’autres activités enzymatiques spécifiques, comme la phosphatase alcaline par exemple. L’activité FDA hydrolase est déterminée par la mesure de l’absorbance à 490 nm de la fluorescéine libérée par hydrolyse du substrat. » Denis BAIZE guide des analyses en pédologie 3 éd. Chap. 23 p 273

Question posée

Quelle est l’intensité de l’activité microbienne du sol ?

Sources

Le protocole proposé ci-dessous est celui de Green and al. (2006) adapté en fonction du matériel à disposition au Labo Sol Eau. Il existe plusieurs protocoles (cf. § références), dont celui de Adam & Duncan adapté aux faibles niveaux d’activité enzymatique, un protocole complémentaire inspiré de Green proposé par l’université de Neuchâtel pour des litières, un autre proposé par Jusselme pour des petits échantillons. Le protocole Von Siegler est très proche de celui de Adam & Duncan, il propose en outre un protocole adapté aux échantillons liquides. Le protocole d’Agroscope (youtube), assez simplifié, ne cite pas ses sources.

Matériel

• Balance analytique

• Micro-pipette

• Pipette

• Seringue 100 ml

Réactifs

• Acétone

• HCl 6N

• Eau désionisée

• Sodium phosphate buffer pour 1 l (solution tampon)

Procédure

1. Réaliser la courbe étalon.

2. Sécher le sol à 40 ° C, le tamiser à 2mm.

3. Pour le blanc remplacer la prise d’essai par 0,5 ml d’acétone et réaliser la procédure de mesure complète (une solution de contrôle doit être faite pour mesurer la part de la couleur qui n’est pas issue de l’activité enzymatique, ce contrôle permet de définir le blanc lors de la mesure au spectrophotomètre).

Expression des résultats

• m : masse de la prise d’essai, en g (corrigée par rapport au taux d’humidité à 105 °C)

• V : volume de l’extractant en litre, l’extractant est le FDA substrate stock solution: 0.50 ml + buffer 50 ml + acétone 2.5 ml = 0.0525 l

• f : facteur de dilution s'il a fallu diluer , sinon f=1

Interprétation des résultats

Références

G Adam, H Duncan (2001) Development of a sensitive and rapid method for the measurement of total microbial activity using fuorescein diacetate (FDA) Soil Biology & Biochemistry 33 (2001) 943-951 VS

Green , DE Stott , M Diack (2006) Assay for fluorescein diacetate hydrolytic activity:Optimization for soil samples - Soil Biology & Biochemistry 38 (2006) 693–701

Jusselme My Dung, (2013) Increased lead availability and enzyme activities in root-adhering soil of Lantana camara during phytoextraction in the presence of earthworms. Science of the Total Environment 445-446 (2013) 101–109

M. A. Sánchez-Monedero & C. Mondini & M. L. Cayuela & A. Roig & M. Contin & M. De Nobili (2008) Fluorescein diacetate hydrolysis, respiration and microbial biomass in freshly amended soils - Biol Fertil Soils (2008) 44:885–890

Univ. NEUCHÂTEL Fluorescein diacetate hydrolysis activity – fiche 36 - 2012

Von Sigler (2004) FDA assay, document texte

Jusselme My Dung, Dosage Fluoresceine Diacétate (FDA), document texte inédit 2007

Tutoriel:

Pourquoi identifier la faune du sol ?

Identifier les grands groupes d'individus permet d'estimer la biodiversité de son sol et l'abondance de chacun des grands groupes. L'identification peut répondre à des questions du type :

• Quelle est la biodiversité de mon sol ?

• Est ce que la faune de mon sol est équilibrée ? Ai-je des populations en sur-nombre/sous-nombre ?

• Quelles fonctions dans mon sol sont réalisées ?

• Mon sol est-il en bonne santé ?

Vous aborderez l'identification selon 2 échelles :

1. Par laquelle on doit commencer : trouver le grand groupe auquel appartient son individu

2. Quand c'est possible et pour les plus curieux : trouver la famille ou l'espèce de l'individu

Résumé

Cette analyse permet de mesurer la quantité d'azote disponible par masse de sol.

Question posée

Quelle est la quantité d'azote disponible dans le sol ?

Source

Ce protocole est issu du cahier de protocoles Biofunctool® rédigé par Alexis Thoumazeau (2019).

Principe

Le protocole consiste à mesurer la quantité d'azote disponible grâce à une méthode d'extraction des nutriments du sol. Cette extraction est réalisée sur le terrain avec une solution de KCl. L'analyse quantitative des nutriments de la solution est réalisée au laboratoire.

Condition de mise en œuvre

Pas de condition particulière.

Matériels et fournitures

Au laboratoire

• chlorure de potassium

• eau distillée

• flacon de 250 mL + bouchon

• seringue de 10 mL

Sur le terrain

• cylindre d'échantillonnage de sol

• tamis de maille 5 mm

• balance de précision 0,01 g

• entonnoir

Réalisation du protocole

Au laboratoire

1. Peser le flacon de 250 mL avec son bouchon et le numéroter.

2. Ajouter 180 mL de solution de KCl à 1 M.

3. Fermer le flacon et peser de nouveau.

Sur le terrain

Collecter deux échantillons de sol à une profondeur comprise entre 0 et 10 cm en utilisant le cylindre.

1. Echantillon n°1

   1. Tamiser le sol.

   2. Récupérer environ 50 g de sol tamisé. Noter la masse exacte.

   3. Ajouter le sol dans le flacon de KCl à l'aide de l'entonnoir.

Au laboratoire

1. Echantillon n°1

   1. Peser le flacon de KCl contenant le sol.

   2. Secouer le flacon pendant 1 heure avec un agitateur automatique à 150 tr/min.

   3. Ouvrir le flacon et laisser reposer pendant minimum 1 heure.

Exploitation des données

Traitement des données

Calculer le taux d'humidité du sol (H) en % d'après la formule suivante :

m : masse fraiche (g)

M : masse sèche (g)

Calculer la quantité d'azote disponible dans le sol en mg/kg de sol en ajustant les résultats d'analyse des ions avec le taux d'humidité du sol.

Référence

• Maynard, D.G., Kalra, Y.P., 1993. Nitrate and Exchangeable Ammonium Nitrogen. In: Carter, M.R., Ed., Soil Sampling and Methods of Analysis, Lewis Publishers, Boca Raton.

• Alexis Thoumazeau, Cécile Bessou, Marie-Sophie Renevier, Jean Trap, Raphaël Marichal, Louis Mareschal, Thibaud Decaëns, Nicolas Bottinelli, Benoît Jaillard, Tiphaine Chevallier, Nopmanee Suvannang, Kannika Sajjaphan, Philippe Thaler, Frédéric Gay, Alain Brauman (2019) - Biofunctool®: a new framework to assess the impact of land management on soil quality. Part A: concept and validation of the set of indicators. Ecological Indicators 97 (2019) 100–110

Quelle sont les fonctions des acariens dans le sol ?

Les acariens sont avec les individus les plus abondants dans les sols. On peut en retrouver des milliers par mètre carré de sol. Dans les sols, ils appartiennent majoritairement aux groupes fonctionnels des détritivores et des prédateurs. Une part, comme les collemboles aide à décomposer la matière organique de la litière, et participe donc à sa minéralisation. D'autres acariens sont des prédateurs. Ils se nourrissent d'autres invertébrés (collemboles, nématodes, ...). D'autres encore sont des parasites (de végétaux ou d'animaux), le plus connu étant la tique.

Pour ceux qui veulent aller plus loin

Une clé de détermination des espèces de petits invertébrés, dont les acariens (à utiliser pour l'observation à la loupe binoculaire) :

Résumé

On évalue le pH d'une solution de sol à l'aide d'un papier qui change de couleur en fonction de la valeur du pH. Le pH mesuré par cette méthode simple est le pH eau.

Question posée

Est-ce que mon sol est acide, neutre ou basique ?

Sources

Baize, D. (2018). Guide des analyses en pédologie: 3e édition, revue et augmentée. Editions Quae.

Matériel

• bécher 100 ml

• eau déminéralisée

• papier pH

• baguette en bois

Réalisation de la mesure

• A réaliser à partir d'un échantillon de sol prélevé selon les consignes du tutoriel.

• Le sol est séché à l’air puis passé au tamis de sorte de ne travailler qu’avec la fraction < 2 mm.

• Placer 20 g de terre fine dans le bécher et ajouter 50 ml d’eau déminéralisée (si la masse de terre utilisée est différente il suffit de conserver le rapport solide : liquide de 1 : 2,5).

La mesure est précise à 0,5 pH près.

Interprétation des données

Le pH s’exprime selon une échelle de 0 à 14. Les valeurs faibles indiquent une acidité, les valeurs > 7 correspondent à un caractère basique. Le référentiel pédologique propose 7 « domaines » de pH présenté dans le tableau ci-dessous :

En agronomie l'optimum est fixé entre pH 6,5 et 7,5 pour les sols non calcaires. La mesure du pH eau a moins d'intérêt pour un sol calcaire (son pH se situe généralement entre 7,9 et 8,5). En général plus le pH est bas moins les éléments chimiques (les ions) sont disponibles dans la solution du sol pour les êtres vivants. En dessous de pH 5 il peut y avoir des risques de toxicité aluminique.

Le pH varie beaucoup dans le temps (journée, saison) et dans l'espace. Une grande précision de la valeur du pH n'a pas de sens. Souvent connaitre sa valeur ne suffit pas, il faut aussi pour les cas limites évaluer la capacité d'échange cationique (CEC), la teneur en calcaire, en aluminium ...

Résumé

L’analyse du taux de fibres (particules de diamètre >200 μm) permet de classifier les tourbes dans trois catégories classiques : fibriques, mésiques, sapriques.

L’analyse granulométrique, qui distingue les fractions des particules >200 μm, 200-50 μm et <50 μm, permet des comparaisons plus fines. Un triangle granulométrique est créé pour la classification des différents types de tourbières.

Question posée

Comment sont distribuées les particules dans mon histosol ? Quel est le type d’histosol évalué ?

Principe

On pèse les fractions retenues par les tamis en milieu humide en utilisant des tamis de 2000 μm, 200 μm et 50 μm.

Conditions de mise en œuvre

Traitement d'échantillons prélevés sur site en éliminant les racines vivantes pour les horizons de surface.

Matériel et fournitures

Balance analytique¸ précision 0.0001g

Flacons en plastique de 500ml

Agitateur

3 Tamis de 2000 μm, 200 μm, 50 μm, diamètre 20cm.

Boîte de Pétri

Pinceau

Spatule

Étuve (température minimale 105°C)

Réalisation du protocole

1) Sécher un échantillon d’histosol à l’air libre. Cette procédure peut durer de 1 à 2 semaines.

2) Enlever les racines vivantes des plantes supérieures.

3) Prendre environ 30g de l’échantillon sec et faire sécher à l`étuve à 105°C pendant 24 heures.

4) Prélever environ 25g d’échantillon (noter précisément la masse initiale) et le placer dans un flacon de 500ml rempli avec 300ml d’eau

5) Agiter ensuite la suspension à l’aide d’un agitateur (agitateur XXL du Pecnot'lab p ex) pendant 16h.

6) Placer les tamis en les superposant les uns sur les autres : 2000 μm au-dessus, 200μm au milieu, 50μm en-dessous.

7) Verser la suspension sur le premier tamis

8) Afin d’éviter les pertes, rincer le flacon en plastique avec de l’eau jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de particules à l’intérieur et ajouter l'eau de rinçage dans les tamis.

9) Tamiser délicatement à l’aide d’un filet d’eau afin que les particules se détachent.

10) Vérifier régulièrement la couleur de l’eau s’écoulant du tamis, jusqu’à ce qu’elle soit transparente.

11) Peser 3 boîtes de Pétri vides et noter la masse

12) Mettre les 3 fractions granulométriques retenues sur les tamis dans des boites de pétri à l’aide d’un pinceau ou d’une spatule.

13) Mettre les tamis dans l’étuve 105°C entre 15 et 30 minutes afin de les assécher pour pouvoir récolter les particules restantes.

14) Placer ensuite les boites de pétri dans l’étuve à 105°C jusqu’à ce que la masse ne varie plus (environ 16 h).

15) Mesurer la masse à sec de chaque fraction granulométrique.

16) Calculer la proportion de chaque fraction en %

Exploitation des données

Taux de fibres

Taux de fibre = masse retenue dans le tamis de 2000μm (g) + masse retenue dans le tamis de 200μm (g) / masse initiale (g) x100

interprétation:

• tourbe fibrique: > 40% de fibres

• tourbe mésique: de 10 à 40 % de fibres

• tourbe saprique: < 10% de fibres

Triangle granulométrique

% fibres (>200μm) = masse retenue dans le tamis de 2000μm (g)+ masse retenue dans le tamis de 200μm (g) / masse initiale (g) x100

% matériaux mixte (50-200 μm) = masse retenue dans le tamis de 50μm (g)/ masse initiale (g) x100

% agrégats (<50μm) = 100 - % des fibres - % des matériaux mixtes

Références

Gobat J. M., Grosvernier Ph., Matthey Y. Buttler A. (1991). Un triangle granulométrique pour les tourbes/ analyse semi-automatique et représentation graphique. Science du sol 1991 Vol 29, 1, 23-35

Dinel H, Levesque M. (1976). Une technique simple pour l’analyse granulométrique de la tourbe en milieu aqueux. Soil Research Institute, Agr. Canada, Ottawa. Contr. n°542. J. Soil. Sci. 119-120

Denis BAIZE et col, Association française pour l'étude du sol (2008) Référentiel pédologique 2008, Versailles, Editions Quae, p. 201-216

Résumé

La mesure du taux de cendre consiste à calciner la matière organique. La calcination va dégager du gaz carbonique (CO2). On mesure la fraction minérale du sol qui reste après calcination. Cette analyse permet de connaitre les proportions de minéraux et de carbone organique présentes dans le sol.

Question posée

Quel est le teneur de carbone organique ou de minéraux dans mon sol ?

Principe

Pendant la calcination des échantillons à 600°C la matière organique est détruite et le carbone organique est dégagé sous forme de CO2. La fraction qui reste correspond à la matière minérale.

La masse qui reste rapportée à la masse initiale représente le taux de cendre.

Conditions de mise en œuvre

Traitement d'échantillons prélevés sur site en éliminant les racines vivantes pour les horizons de surface.

Matériel et fournitures

Creusets en porcelaine

Balance analytique¸ précision 0.0001g

Étuve (température minimal 105°C)

Four à calcination (température minimal 600°C)

Dessiccateur

Réalisation du protocole

1) Sécher un échantillon à l’air libre. Pour les tourbes cette procédure peut durer entre 1 et 2 semaines. Enlever les racines des plantes supérieures.

2) Sécher un creuset en porcelaine à l'étuve pendant 2h à 105°C.

3) Laisser refroidir le creuset dans le dessiccateur.

4) Peser le creuset sec dans la balance de précision et noter son poids (Pc).

5) Ajouter dans le creuset une prise d'essai d’échantillon (tourbe ou matériaux organo-minéral) entre 5 à 10g, selon la densité. Ne pas dépasser les ¾ de la contenance du creuset.

6) Déposer le creuset dans l’étuve et sécher l’échantillon à 105°C pendant 17 heures.

7) Peser le creuset sec et l'échantillons avec la balance de précision et noter sa masse (Pc+e initial).

8) Déposer le creuset dans le four.

9) Monter à 350°C et compter 1 heure de chauffage dès que la température est atteinte.

10) Monter à 450°C et compter 1 heure de chauffage dès que la température est atteinte.

11) Monter à 600°C et compter 2 heures de chauffage dès que la température est atteinte

12) Laisser refroidir jusqu’à 100°C environ dans le four et finir le refroidissement dans le dessiccateur

13) Peser le creuset et noter la masse (Pc+e final)

14) Calculer le taux de cendre

Exploitation des données

TAUX DE CENDRE (%) = ( Pc+e final - Pc )/( Pc+e initial - Pc ) x 100

Pc = poids du creuset vide et sec à 105°C

Pc+e initial = poids du creuset + échantillon après séchage à 105°C

Pc+e final = poids du creuset + échantillon après calcination

Références

· Allen (1974). La perte au feu ; Manuel de laboratoire (fiche 6), Univ. NEUCHATEL, 4p

· Baize Denis (2018). Guide des analyses en pédologie 3e édition revue et augmentée. Versailles: editions Quae, p. 71-74

Résumé

L’analyse du taux de fibres (particules de diamètre >200 μm) permet de classifier les tourbes dans trois catégories classiques : fibriques, mésiques, sapriques.

L’analyse granulométrique, qui distingue les fractions des particules >200 μm, 200-50 μm et <50 μm, permet des comparaisons plus fines. Un triangle granulométrique est créé pour la classification des différents types de tourbières.

Question posée

Comment sont distribuées les particules dans mon histosol ? Quel est le type d’histosol évalué ?

Principe

On pèse les fractions retenues par les tamis en milieu humide en utilisant des tamis de 2000 μm, 200 μm et 50 μm.

Conditions de mise en œuvre

Traitement d'échantillons prélevés sur site en éliminant les racines vivantes pour les horizons de surface.

Matériel et fournitures

Balance analytique¸ précision 0.0001g

Flacons en plastique de 500ml

Agitateur

3 Tamis de 2000 μm, 200 μm, 50 μm, diamètre 20cm.

Boîte de Pétri

Pinceau

Spatule

Étuve (température minimale 105°C)

Réalisation du protocole

1) Prendre 2 fois environ 25g d'échantillon frais d’histosol. On va utiliser un échantillon pour mesurer l'humidité (Eh) et l'autre pour le taux de fibre (Ef). Noter la masse initiale exacte de chaque un (mEh-i et mEf-i)

2) Enlever les racines vivantes des plantes supérieures.

3) Faire sécher Eh à l`étuve à 105°C jusqu'à que le poids soit constant.

4) Peser la masse mEh-f et calculer l'humidité (voir calcul au dessous).

5) Placer Ef dans un flacon de 500ml rempli avec 300ml d’eau.

6) Agiter ensuite la suspension à l’aide d’un agitateur (agitateur XXL du Pecnot'lab p ex) pendant 16h.

7) Placer les tamis en les superposant les uns sur les autres : 2000 μm au-dessus, 200μm au milieu, 50μm en-dessous. Verser la suspension sur le premier tamis

8) Afin d’éviter les pertes, rincer le flacon en plastique avec de l’eau jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de particules à l’intérieur et ajouter l'eau de rinçage dans les tamis.

9) Tamiser délicatement à l’aide d’un filet d’eau afin que les particules se détachent.

10)Vérifier régulièrement la couleur de l’eau s’écoulant du tamis, jusqu’à ce qu’elle soit transparente.

11) Peser 3 boîtes de Pétri vides et noter la masse

12) Mettre les 3 fractions granulométriques retenues sur les tamis dans des boites de pétri à l’aide d’un pinceau ou d’une spatule.

13) Mettre les tamis dans l’étuve 105°C entre 15 et 30 minutes afin de les assécher pour pouvoir récolter les particules restantes.

14) Placer ensuite les boites de pétri dans l’étuve à 105°C jusqu’à ce que la masse ne varie plus (environ 16 h).

15) Mesurer la masse à sec de chaque fraction granulométrique.

16) Calculer la proportion de chaque fraction en %

Exploitation des données

Taux de fibres

Taux de fibre = masse retenue dans le tamis de 2000μm (g) + masse retenue dans le tamis de 200μm (g) / masse initiale (g) x100

interprétation:

• tourbe fibrique: > 40% de fibres

• tourbe mésique: de 10 à 40 % de fibres

• tourbe saprique: < 10% de fibres

Triangle granulométrique

% fibres (>200μm) = 100 x ( masse retenue dans le tamis de 2000μm (g) + masse retenue dans le tamis de 200μm (g) )/ (mEf-i (g)x cch)

% matériaux mixte (50-200 μm) = 100 x ( masse retenue dans le tamis de 50μm (g)/ (mEf-i (g)x cch)

% agrégats (<50μm) = 100 - % des fibres - % des matériaux mixtes

Références

Gobat J. M., Grosvernier Ph., Matthey Y. Buttler A. (1991). Un triangle granulométrique pour les tourbes/ analyse semi-automatique et représentation graphique. Science du sol 1991 Vol 29, 1, 23-35

Dinel H, Levesque M. (1976). Une technique simple pour l’analyse granulométrique de la tourbe en milieu aqueux. Soil Research Institute, Agr. Canada, Ottawa. Contr. n°542. J. Soil. Sci. 119-120

Denis BAIZE et col, Association française pour l'étude du sol (2008) Référentiel pédologique 2008, Versailles, Editions Quae, p. 201-216

• Quelques semaines ou mois après avoir installé des piézomètres, il est recommandé de vérifier leur bon fonctionnement (notamment avant des périodes hydrologiques importantes - avant le début d'étiage p. ex.).

• Cette opération de maintenance (au moins une vérification visuelle) devrait se faire chaque année et à chaque fois que les enregistrements sont téléchargés.

• Vérifier si la longueur de la partie du tube qui sort du sol n'a pas bougée par rapport à celle mesurée lors de l'installation Sinon intervenir pour recaler le tube et l'arrimer au sol. Noter la date et l'heure de l'intervention et la différence de hauteur mesurée. Ce peut être important pour recaler les données enregistrées.

• Ouvrir le bouchon , sortir la sonde et la connecter à un PC avec Diver-Office pour vérifier si la sonde indique qu'elle a démarré les enregistrements si la fenêtre indique encore ARRETE c'est que la sonde à été mal programmée.

• Il doit être marqué DEMARRE en vert.

• Si vous n'avez pas l'intention d'importer les données, vous pouvez quitter le logiciel et replacer la sonde dans le puits.

• Si vous devez télécharger les données se référer au chapitre .

• Vérifier si le fond du puits n'est pas rempli de vases. Le cas échéant vider cette vase avec une pompe acceptant des eaux chargées. Nettoyer le tube avec de l'eau claire et mettre les vases en suspension avant de pomper.

Deux options. L'une pour la sonde TD Diver, l'autre pour la sonde DIY PecnotLab.

Les tutoriels du Pecnot'Lab sont diffusés sous licence creative commons CC BY-NC-ND 3.0 FR par SCOP SAGNE son auteur.

crédit: © Jacques THOMAS - SCOP SAGNE 2019 - 2023

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Consulter le résumé de la licence et le texte complet

Nature des protocoles

La plupart des protocoles proposés visent à évaluer les indicateurs de santé du sol. Ils sont rangés en 3 grandes familles:

• les indicateurs de l'état des fonctions de maintenance de la structure et du cycle de l'eau

• les indicateurs de l'état de l'activité biologique au travers des cycles du carbone et des nutriments

• les indicateurs de l'état de l'activité biologique au travers des biocénoses

A ces indicateurs se rajoutent quelques mesures physico-chimiques qui peuvent qualifier le sol

Les indicateurs, protocoles et fonctions étudiées

Mise en œuvre des protocoles

On distingue des tests réalisés progressivement en autonomie par les membres du RésEau Sol au cours du cursus de 4 ans et des tests réalisés avec l'aide des moyens du Pecnot'Lab sur le terrain ou au laboratoire.

Certains protocoles sont communs à tous les membres du réseau, d'autres sont optionnels en fonction de la question à résoudre.

Chez chaque membre, 2 stations sont choisies en vu d'être comparées pendant les 4 années du cursus pour répondre à une question particulière.

Types de questions à résoudre:

Je souhaite faire évoluer mes pratiques, je vais comparer une parcelle témoin où je ne change pas mes pratiques avec une parcelle ou j'expérimente de nouvelles techniques (travail du sol, couverts, amendements organiques, ...). Je vais comparer l'évolution des indicateurs de santé du sol pendant 4 ans.

Une parcelle est difficile à travailler (tendance à la compaction, phénomènes d'érosion, hydromorphie, faible réserve en eau, faible productivité, ...). Je veux comparer les indicateurs de santé du sol avec une parcelle moins contraignante pour mieux comprendre le fonctionnement de ces sols et chercher des solutions pour l'avenir.

Je suis en conversion bio, je veux mettre en pratique des techniques de conservation du sol, et je voudrais mesurer l'évolution de mes sols avec des indicateurs d'activité biologique.

Les membres du RésEau Sol sont invités à s'exercer à la pratique des tests sur d'autres stations si ils en ont le souhait et la curiosité.

Chaque membre du RésEau Sol dispose d'une mallette d'accessoires: le , permettant d'effectuer en autonomie certains tests.

Origines des protocoles

Les protocoles sont issus de guides, méthodes ou publications scientifiques. Les sources et références sont systématiquement citées. Les protocoles ont été choisis pour être à la fois fiables pour les paramètres évalués (retours d'expériences, publications scientifiques) et facilement mis en œuvre sur le terrain ou dans un petit laboratoire de sciences naturelles. Ces protocoles ont été testé par le RésEau Sol depuis 2014.

Principe

L'examen d'un profil de sol peut se faire facilement avec une bêche (à 25/35 cm de profondeur), complété éventuellement avec une tarière ou en creusant une fosse plus profonde avec une pelle mécanique (au moins 80 cm de profondeur). Le principe est d'observer sur l'une des faces différents paramètres permettant de décrire la structure du sol et son état de santé.

Quelques principes à respecter :

• s'écarter des lisières, des zones compactées par le passage d'engins, des chemins, des bords de ruisseaux ...

• positionner la fosse en fonction de l'ensoleillement, ou perpendiculairement au semis pour observer l'enracinement ou encore perpendiculairement au sens de travail du sol pour l'examen d'un profil cultural

• ne placer les déblais que d'un seul côté sans mélanger la terre arable avec celle du sous-sol

• accéder à la fosse depuis une seule face pour ne pas modifier la face observée

• éviter l'observation de sol trop secs ou saturés en eau

Matériel :

• bêche avec un long fer si possible

• tarière éventuellement

• couteau solide

• mètre

Et encore pour aller plus loin :

• goulottes en PVC pour placer les échantillons extraits à la tarière

• charte de couleur Munsell

• vaporisateur d'eau

Comment réaliser le test VESS (Visual Evaluation of Soil Structure) ?

• Creuser une pré-tranchée (pour pouvoir extraire ensuite sans le compacter un bloc de sol à observer).

• Pré-découper les 3 côtés du bloc à extraire (bloc de 25 à 35 cm de hauteur)

• Extraire délicatement le bloc avec la bèche, le poser sur la bâche

Éléments à observer

• description de la station (topographie, exposition, pente, antécédents culturaux , culture en place ...)

• description de l'état de surface (éléments grossiers, résidus de récolte, croûte de battance, érosion, turricules, mouillères ...)

• identification de différents horizons (couches pédologiques) selon les éléments suivants :

Une clé visuelle permet de qualifier et décrire chaque horizon :

Appréciation de la texture

Il faut prendre un peu de sol de l'horizon de son choix dans les main puis y verser de l'eau dessus. Ensuite, il faut le malaxer et essayer de former un boudin, puis un anneau.

Références

• Baize, D., & Jabiol, B. (2011). Guide pour la description des sols. Editions Quae.

• Baize, D. (2009). Référentiel pédologique 2008. Editions Quae. Book, M. S. C. (1992).

• The Munsell soil colour book. Colour charts. Munsell Colour Company Inc., MD, 2128.

• Delaunois, A., Ferrie, Y., Bouche, M., Colin, C., & Rionde, C. (2013). Guide pour la description et l’évaluation de la fertilité des sols. Chambre d'agriculture du Tarn.

Quelques lectures

Le guide pour la description et l'évaluation de la fertilité des sols destiné aux agriculteurs et aux agronomes par Antoine DELAUNOIS Chambre d'Agriculture du Tarn - 2013

C'est un document didactique complet et bien illustré qui est adapté aux sols d'Occitanie. D'un accès facile (pas de jargon techniques), il permet de faire des observations structurées pour décrire les principaux paramètres physiques du sol.

Guide méthodologique du test bêche Structure et Action des vers de terre - programme Sol D'Phy région Hauts de France 2018

.

Un laboratoire participatif

Un espace et des équipements mis à disposition par les coopératives du groupe Eïwa (Scop SAGNE, Rhizobiòme et KAIROS compensation).

Un programme de formation

: un programme de formation destiné aux agriculteurs, maraichers, sylviculteurs pour apprendre à maitriser les outils et les protocoles d'observation de la santé du sol.

Des de 2 ou 3 jours pour les personnes qui sont éloignées du labo.

Des ressources en ligne

Les tutoriels écrits présentant les protocoles, les techniques de laboratoire, les outils à construire soi même (DIY). Et mêmes des tutoriels filmés dans .

Le wiki sol eau: ensemble d'articles sur le thème de la biologie et la santé des sols

L'appli sol eau: l'application web permettant de saisir les données collectées

Du matériel en open source

Des instruments de mesures, des ustensiles de laboratoire à fabriquer soi même pour rendre accessible les techniques de mesures scientifiques au plus grand nombre.

Et le Kit sol eau pour réaliser soi même les principaux protocoles.

incubateur maison, support de pipette, agitateur rotatif, agitateur orbital, spectrophotomètres, slake robot, extracteur de nématodes, tamis, des rack, support pour des tests de germination de graines d'orchidées !

Résumé

Des petits fragments de sol (agrégats) sont immergés dans l'eau selon un protocole précis. L'observation de leur état après immersion permet de proposer un indice de stabilité.

Question posée

La surface de mon sol résiste-t-elle à l'érosion hydrique ?

Sources

Soil quality test guide - 2001 - USDA - JE HERRICK 2001, Biofunctool 2019

Principes

Dans une boite en plastique (genre boite à hameçons pour pécheurs), sont disposés des petits "panier-tamis" sur lesquels sont posés des agrégats de sol. Les agrégats seront immergés dans l'eau puis ressortis et immergés 5 fois de suite. Leur état est qualifié selon une série de critères qui permettent d'évaluer un indice de stabilité.

Matériels

• slake robot

• petite spatule pour les prélèvements

• eau

Réalisation de la mesure

Pour échantillonner une station:

• Prélever un échantillon en surface (0-2 cm de profondeur). Attention de ne pas compacter l'échantillon.

• Pour de sol très érodable, Prélever un échantillon en profondeur (2-10 cm de profondeur).

• Laisser les sécher à l'air libre .

Au laboratoire :

• Choisir 18 agrégats de 6 à 8 mm de diamètre

• Placer 1 agrégat par assiette du robot, 9 agrégats au total.

• Remplir la boite d'immersion avec 2 cm d'eau. L'eau doit avoir une température proche de celle de la terre.

• Ajouter de l’eau dans la boite compartimentée. L'eau doit avoir une température proche de celle de la terre.

T 0 seconde : Immerger un tamis dans l'eau.

T 5 seconde : Observer l'état de l'échantillon après 5 secondes d'immersion (classe de stabilité 1)

T 30 seconde : Observer l'état de l'échantillon après 30 secondes d'immersion (classe de stabilité 2)

T 5 minute : ressortir le tamis, observer l'état de l'agrégat (classe de stabilité 3).

• Répéter la procédure avec les 9 agrégats restants

Traitement des données

Faire la moyenne des scores des 18 agrégats

L'indice de stabilité va varier de 0 (sol très instable) à 6 (sol très stable)

Références

• J.E Herrick W.G Whitford A.G de Soyza J.W Van Zee K.M Havstad C.A Seybold M Walton - 2001 - Field soil aggregate stability kit for soil quality and rangeland health evaluations -

• Alexis Thoumazeau, Cécile Bessou, Marie-Sophie Renevier, Jean Trap, Raphaël Marichal, Louis Mareschal, Thibaud Decaëns, Nicolas Bottinelli, Benoît Jaillard, Tiphaine Chevallier, Nopmanee Suvannang, Kannika Sajjaphan, Philippe Thaler, Frédéric Gay, Alain Brauman (2019) - Biofunctool®: a new framework to assess the impact of land management on soil quality. Part A: concept and validation of the set of indicators. Ecological Indicators 97 (2019) 100–110

• Soil quality test guide - 2001 - USDA

Le protocole Biofunctool est modifié pour obtenir un score de stabilité de la surface. Dans le cas de sols très érodables il est recommandé de realiser une mesure de stabilité en profondeur (2-10 cm).

Calcul de la conductivité hydraulique verticale à saturation Ks avec le protocole Beerkan simplifié. D’après Simone Di Prima Università degli Studi di Sassari (Sardaigne)

Construire la courbe de l'infiltration cumulée l(mm) en fonction du temps t(s)

Faire l’analyse de la régression linéaire du rapport de la sorptivitée (I/t^0.5) et du temps à la puissance ½

Éliminer si nécessaire les premières valeurs liées à des perturbations de l’infiltration au démarrage du test

En déduire la pente de la droite (ici b1 = 0,076)

Il est introduit dans le calcul un facteur α* qui décrit l’importance relative de la gravité et de la capillarité dans le phénomène d’infiltration

α* dépend de la texture des sols

• sol très argileux : 0,001

• sol argileux : 0,04

• argilo-limono-sableux : 0,012 (le cas le plus courant)

• sol très sableux : 0,036

La conductivité K est donnée par la formule ci contre, où r est le rayon de l’anneau en mm

Pour calculer les paramètres selon la méthode BEST

A la fin de l'expérimentation, le prélèvement d'un échantillon dans le cylindre d'infiltration permet de déterminer l'humidité du sol à saturation (θs). La densité apparente et la texture doivent également être connues ou alors mesurées au laboratoire.

La méthode BEST (Beerkan Estimation of Soil Transfer Parameters) est un modèle développé par Laurent Lassabatére [Lassabatére et al. (2006)] pour faciliter la détermination des paramètres hydrodynamiques du sol. Une fois les données collectées, un algorithme développé sous Excel et SciLab permet de calculer les paramètres de l’essai. Se référer à la bibliographie. https://bestsoilhydro.wordpress.com/

Documentation

Résumé

Une pluie est simulée à l'aide d'un dispositif portable. Les mesures permettent d'évaluer l'infiltration et le ruissellement de la station de mesure. Le dispositif peut aussi être utilisé pour évaluer la stabilité structurale des agrégats du sol face à l'érosion hydrique.

Questions posées

Quelle est la part des précipitations infiltrées et celle du ruissellement lors d'une pluie d'une intensité connue ?

Comment se comporte mon sol face à l'érosion hydrique ?

Sources

Université Cornell , Ithaca, Etat de New York, USA

Principes

Un réservoir d'eau conçu pour appliquer le principe du vase de Mariotte, laisse s'écouler, à débit constant, des gouttes d'eau sur le sol. Sous ce réservoir, un cylindre métallique équipé d'un tuyau permet de récupérer l'eau de ruissellement. L'eau infiltrée dans le sol est déduite par le calcul.

Matériels

• simulateur de pluie en plexiglas avec son tube bulleur et le bouchon

• anneau métallique et tuyau de récupération des eaux de ruissellement

• massette et planche en bois martyr pour enfoncer le cylindre

• tube gradué de 1000 ml

Réalisation de la mesure

Le simulateur doit être préalablement calibré pour connaitre son débit selon la profondeur d'enfoncement du tube bulleur dans le réservoir.

• nettoyer la station de mesure (cailloux, débris végétaux et autres) notamment pour ne pas entraver le ruissellement en bouchant le tuyau.

• éviter les sols fissurés et les galeries d'animaux fouisseurs ...

• placer l'anneau d'infiltration en fonction de la micro-topographie, de façon à ce que le trou et le tube de sortie soient en pente descendante.

Au laboratoire, rincer le simulateur de pluie avec une solution à 10% d'eau de Javel domestique après chaque utilisation. Ceci empêchera la croissance microbienne dans les tubes capillaires.

Traitement des données

Débit des précipitations simulées (rainfall rate)

r en cm min-1 H1= hauteur d’eau initiale (cm) H2 = hauteur d’eau finale (cm) Tf = durée de la mesure (min)

Débit de l’écoulement de surface (runoff rate)

rot en cm min-1, a = aire de l’anneau (cm2), t = durée de l’écoulement (min), Vt = volume de l’écoulement (cm3)

Débit d’infiltration (infiltration rate)

It en cm min-1

Estimation de la sorptivité

TRO = temps avant l’écoulement initial (min) (time to runoff), r= débit de l’écoulement (cm/min)

Recommandations

Si le ruissellement met un temps excessif avant de s'écouler, c'est peut être à cause d'une fissure dans le sol ou d'une galerie . Déplacez le simulateur.

Le fonctionnement à la lumière directe du soleil peut entraîner la formation de bulles d'air et boucher les tubes capillaires, ce qui ralentira ou arrêtera l'égouttement. Faite de l'ombre pour protéger le simulateur de pluie du soleil.

Il est recommandé de remplir les jerricans d'eau 24 h avant pour que l'air s'échappe de l'eau.

Si un tube capillaire est cassé ou bouché, il peut être remplacé.

Interprétation des résultats

CF. le document de l'Université Cornell Field Procedures and Data Analysis for the Cornell Sprinkle Infiltrometer.

Références

OGDEN, Van ES, SCHINDELBECK, 1997, Miniature rain simulator for field measurement of soil infiltration","Minuature rain simulator for field measurement of soil infiltration","Soil Science Society of America Journal 61(4)" doi:10.2136/sssaj1997.03615995006100040008x

Cornell University, Field Procedures and Data Analysis for the Cornell Sprinkle Infiltrometer. Department of Crop and Soil Sciences Research Series R03-01.

CDPR- 2005, Standard operating prodedure - Measuring infiltration rate with a Cornell sprinkle infiltrometer

Résumé

La porosité d’un sol représente le volume de l’ensemble des pores du sol occupés par l’eau ou l’air. Sa mesure permet de donner certaines indications sur les capacités de drainage ou de rétention de l’eau dans le sol. La porosité est exprimée en pourcentage du volume de sol mesuré.

Question posée

Quel est le volume de mon sol qui peut être occupé par l'eau ou l'atmosphère ?

Principe

La porosité est calculée à partir des densités apparente et réelle du sol. La densité apparente du sol correspond à sa masse par unité de volume de sol sec en place et elle est exprimée en g/cm3. La mesure de la densité réelle pose souvent des problèmes de fiabilité quant à sa mesure. Sauf cas particulier, la densité réelle varie entre 2.5 et 2.8 g/cm3. Il est ainsi possible d’utiliser la valeur moyenne de 2.65 g/cm3. Il est également possible de mesurer sa valeur en laboratoire (la méthode est présentée ci-dessous).

Matériel

• Petite pelle ;

• cylindres métalliques (Eijkelkamp ; V = 100 mL) avec couvercles ;

• un couteau ;

• sac plastique,

Réalisation dee la mesure

Réalisation des observations :

Densité apparente :

Sur le terrain :

• prélever un échantillon de sol à l’aide du cylindre en tassant le moins possible le sol et en évitant les endroits caillouteux.

Au laboratoire :

• Couper le sol à ras du cylindre et refermer le cylindre avec ses couvercles.

• En laboratoire déposer le cylindre sur l’assiette, retirer les couvercles et le faire sécher à l’étuve (105 °C) pendant 24 h.

• Une fois refroidit peser et noter la masse M1 de l’échantillon sec, sans le cylindre.

Densité réelle :

Sur le terrain :

• prélever un peu de terre à proximité de la prise d’essai effectuée pour mesurer la densité apparente. Prélever environ 100 g

Au laboratoire :

1. Faire sécher à 105 °C la prise d’essai puis prélever 20 g (M2) .

2. Placer la prise d’essai dans le ballon jaugé de 50 mL.

3. Remplir la burette avec 50 mL de méthanol.

4. Laisser couler environ 20-25 mL de méthanol dans le ballon jaugé puis secouer énergiquement jusqu’à disparition des bulles d’air. Tous les pores de l’échantillon sont alors remplis du méthanol.

Traitement des données

La densité apparente se calcule selon la formule suivante :

avec : M1 : Masse de l’échantillon sec (en g) ; Vc : Volume du cylindre (en ml)

La densité réelle se calcule selon la formule suivante :

avec : M2 : Masse de l’échantillon sec (en g) Vm : Volume de méthanol restant dans la burette (en ml)

La porosité totale du sol P (%)

Utiliser soit la valeur de la densité réelle (dr) mesurée, soit la constante 2,65 qui correspond à la valeur moyenne de la densité réelle qui est définie à 2,65 g/cm3.

Interprétation des résultats

La densité apparente sert d’indicateur sur la compaction du sol et par conséquence sur les restrictions pour le développement des racines. Un sol trop compacte est aussi un sol dont l'activité microbienne est contrainte par manque d'eau et d'oxygène. Les valeurs varient généralement entre 1,0 et 1,7 g/cm3 et augmentent avec la profondeur du profil du sol. La porosité d’un sol varie de 30 % pour les sols à texture très fine et très tassés à 70 % pour les sols riches en humus et à texture équilibrée. Elle nous renseigne sur les capacités de drainage ou de rétention de l’eau dans le sol.

Références

• BAIZE D. (2018) - Guide des analyses en pédologie 3 édition revue et augmentée - ed Quae

• Manuel de laboratoire, Mesure de la porosité du sol - Université de Neuchâtel, 2007

• USDA Natural Resources Conservation Service - Soil Quality Institute - Soil Quality Test Kit Guide - Bulk Density Test - July 2001

Matériel nécessaire:

• seau ou/et cuvette

• tarière hélicoïdale (5 à 7 cm de diamètre) ou bêche

Résumé

On mesure sur le terrain la respiration des organismes et des racines présents dans le sol par le dosage du CO2 libéré dans une enceinte hermétique placée à la surface du sol.

Source

Résumé

La mesure de la perte au feu consiste en la calcination de la matière organique qui se dégage sous forme de gaz carbonique (CO2) et la mesure de la perte de masse par pesée. Cette analyse permet de connaitre la quantité de carbone organique présente dans le sol.

Question posée

Quel est le teneur de carbone organique dans mon sol ?

Principe

Pendant la calcination des échantillons à 600°C la matière organique est détruite et le carbone organique est dégagé sous forme de CO2. La perdre de poids correspond à la matière organique totale.

Étant donné que le % d'argile du sol a un effet sur le niveau de calcination il faut connaître cet valeur pour faire la correction nécessaire.

Conditions de mise en œuvre

Traitement d'échantillons prélevés sur site en éliminant les racines vivantes pour les horizons de surface.

Matériel et fournitures

Réalisation du protocole

1) Sécher un échantillon de sol à l’air libre.

2) Passer par un tamis de 2mm.

3) Sécher un creuset en porcelaine à l'étuve pendant 2h à 105°C.

3) Laisser refroidir le creuset dans le dessiccateur.

4) Peser le creuset sec dans la balance de précision et noter son poids (Pc).

5) Ajouter dans le creuset une prise d`essai d’échantillon d'environ 5g. Ne pas dépasser les ¾ de la contenance du creuset.

6) Déposer le creuset dans l’étuve et sécher l’échantillon à 105°C pendant 17 heures.

7) Laisser refroidir le creuset dans le dessiccateur.

8) Peser le creuset sec dans la balance de précision et noter sa masse (Pc+e initial).

9) Déposer le creuset dans le four.

10) Monter à 350°C et compter 1 heure de chauffage dès que la température est atteinte.

11) Monter à 450°C et compter 1 heure de chauffage dès que la température est atteinte.

12) Monter à 600°C et compter 2 heures de chauffage dès que la température est atteinte

13) Laisser refroidir jusqu’à 100°C environ dans le four et finir le refroidissement dans le dessiccateur

14) Peser le creuset et noter le poids(Pc+e final)

Exploitation des données

Estimation de la perte au feu ou loss on ingnition (LOI)

LOI en %

Pc = poids du creuset vide et sec à 105°C

Pc+e initial = poids du creuset + échantillon après séchage à 105°C

Pc+e final = poids du creuset + échantillon après calcination

Calcul de matière organique par correction par % argile selon équation de Jensen et al (2018)

Carbone organique du sol (COS)

avec COS, LOI et argile en %

Matière organique du sol (MOS)

avec MOS et COS en %

Références

· Allen (1974). La perte au feu ; Manuel de laboratoire (fiche 6), Univ. NEUCHATEL, 4p

· Baize Denis (2018). Guide des analyses en pédologie 3e édition revue et augmentée. Versailles: editions Quae, p. 71-74

. Jensen et al (2018).Converting loss-on-ignition to organic carbon content in arable topsoil: pitfalls qnd proposed prodecure. European Journal of Soil Science. Vol69, Issue4, July 2018, p. 604-612

. Apesteguia et al (2018). Methods assessment for organic and inorganic carbon quantification in calcareous soils of the Mediterranean region. Geoderma Regional 12 (2018) 39-48

Objectif

Le dosage du carbone organique total du sol nous permet d’évaluer la quantité de matière organique présente dans des échantillons de sols.

Principe

Le carbone de la matière organique est oxydé par un mélange de bichromate de potassium et d’acide sulfurique. On admet que l’oxygène consommé est proportionnel au carbone que l’on veut doser. Après la réaction, le bichromate en excès, qui n’a pas réagi avec l’échantillon, est titré par le sel de Mohr. Ce dosage permet de définir la concentration de carbone organique total.

La mesure de l’humidité résiduelle est nécessaire pour calculer la teneur en carbone organique

Condition de mise en œuvre

Matériel et fourniture

Préparation des solutions

Trois solutions sont à préparer. L’eau utilisée pour réaliser ces solution est de l’eau déminéralisée.

Solution 1 : Mélange oxydant au bichromate de potassium K2Cr2O7 : Après chaque pesée, la balance ainsi que la paillasse sont soigneusement nettoyées à l’aide d’un papier absorbant humidifié et jeté par la suite dans la poubelle adaptée.

Dans le ballon, équipé de l’agitateur, dissoudre 19,86 g de K2Cr2O7 dans 200 ml d’eau puis ajouter avec précaution 400 ml de H2SO4 et 200 ml de H3PO4. Amener le mélange à température ambiante en plaçant le mélange dans une cuvette remplie de glace (en maintenant l’agitation). Jauger à 1 L.

Solution2 : Indicateur coloré, acide diphénylaminosulfonate : Dans le ballon jaugé, dissoudre 5 g de BaCl2.2H2O et 0,3 g de C24H20BaN2O6S2 dans 100 ml d’eau. Chauffer si nécessaire, sans dépasser les 100 °C.

Solution 3 : Sel de Mohr 0,4 M (à réaliser le jour de l’analyse) : Dans un ballon ou un bécher, dissoudre 156,86 g de (NH4)2Fe(SO4)2.6H2O dans environ 250 ml d’eau. Ajouter 20 ml de H2SO4 et diluer à 1 L.

Réalisation de la mesure

1. Préchauffer le bain à sec à 150 °C sans les allonges.

2. Placer la prise d’essai de sol dans une allonge à col rodé à 500 ml.

3. Ajouter, à l’aide de la pipette, 25 ml de la solution 1 (mélange oxydant au bichromate de potassium K2Cr2O7) dans les allonges (échantillon + blanc). Attention ce mélange est très dense, il adhère aux parois de la pipette jaugée. Plusieurs pipetages peuvent être nécessaires.

Exploitation des données

Corriger la masse de la prise d’essai par l’humidité résiduelle (HR en %) calculé à l’aide du protocole D1. La masse corrigée M, de la prise d’essai initiale m, se calcule selon la formule : M (en g) = m – [(m x HR ) / 100]

1 équivalent-gramme de bichromate titre 1⁄4 d’atome de carbone, soit 3 grammes. Ainsi 1 ml de bichromate 0,4 M titre donc (3 x 0,4)/1000 gramme de carbone, soit 0.0012 g de carbone.

Le calcul de la teneur en carbone organique (Corg en %) se calcule selon la formule suivante :

Corg (en %) = [(V0 – V) x 0,12] / M

Avec, VO= volume de sol de Mohr utilisé pour la titration du blanc (ml) V = volume de sol de Mohr utilisé pour la titration de l’échantillon de sol (ml) M = masse corrigée de la prise d’essai de sol (en g)

La teneur en carbone organique est exprimée en % (ou en g / 100 g) de terre séchées à 105 °C.

Il est possible de convertir le Corg obtenue en teneur de matière organique à l’aide d’un facteur correctif (1,72). En général, on admet que la matière organique du sol contient 58 % de carbone .

MO (%) = Corg (%) x 1,72

La matière organique occupe dans le sol des rôles variés. La formation de complexe argilo- humique amplifie grandement la capacité d’adsorption et de rétention de l’eau, augmente la capacité d’échange cationique du sol et retient les nutriments assimilables par les plantes.

Le référentiel pédologique propose 4 catégories principales selon les taux de carbone organique contenu dans un horizon.

Références

Manuel de laboratoire, Le carbone organique (méthode Anne simplifiée) - Université de Neuchâtel, 2007.

Dabin, B (1970). Analyse des matières organiques dans les sol. O.R.S.T.O.M.

Baize, D. (2009). Référentiel pédologique 2008. Editions Quae.

Résumé

Deux méthodes d'incubation sont proposées afin de déterminer la quantité de CO2 issue de la respiration des micro-organismes du sol, qui est un indicateur de l'activité biologique du sol.

Question posée

Quelle est l'intensité de la vie microbienne du sol ?

Principe

L’échantillon de sol est placé dans une enceinte hermétique contenant un pilulier de soude puis il est mis à incuber. Il existe plusieurs méthodes : [A] sans pré-incubation et [B] avec une pré-incubation de 10 jours. La soude réagit avec le CO2 pour former des ions carbonates, que l’on fait précipiter par l’ajout de chlorure de baryum. L’excès de soude, qui n’a pas réagit avec le CO2, est dosé par un dosage acide-base.

Les réactions chimiques

Le CO2 piégé par la soude est présent dans la solution sous forme de carbonate de sodium (Na2CO3) solubilisé :

L'ajout de chlorure de baryum (BaCl2) permet de faire précipiter les ions carbonates en carbonates de baryum (BaCO3) :

La soude qui n'a pas réagit est amenée à pH 8,3 par addition d'HCl en présence de phénolphtaléine :

A pH 8,3 un virage coloré s'opère, la solution passe du rose au transparent.

Conditions de mise en œuvre

La mesure s'effectue de manière ponctuelle, lorsque l'humidité du sol correspond à la capacité au champ, par exemple après une forte pluie. Le début du printemps est une période favorable à la réalisation de cette mesure.

Matériels et fournitures

• tamis de maille 2 mm

• 2 récipients hermétiques de 500 mL

• 2 cristallisoirs

• 2 piluliers

Réalisation de la mesure

La méthode [A] est sans pré-incubation, l'incubation est variable entre 3 et 21 jours à 28°C. La méthode [B] est avec pré-incubation de 10 jours à 22°C, l'incubation est de 24 heures à 22°C.

1. Prélever 50 g [A] ou 40 g [B] de sol préalablement séché à l'air libre et tamisé

2. Porter l'échantillon à l'humidité de la capacité au champ : ajuster la teneur en eau du sol à 25 % en utilisant de l'eau déminéralisée [A] ou déposer l'échantillon de sol sur un filtre papier humidifié.

3. Dans un premier récipient hermétique : déposer l'échantillon de sol et une solution de soude.

Exploitation des données

Traitement des données

Le volume d'acide utilisé est dépendant de la quantité de CO2 présente dans le récipient hermétique ayant réagit avec la solution de soude. Dans ces récipients, le CO2 peut être atmosphérique ou bien issu de la respiration des micro-organismes du sol. La différence de volume d'acide utilisé entre le récipient témoin et le récipient contenant l'échantillon de sol révèle la quantité de CO2 émise par les micro-organismes.

Le taux de respiration des micro-organismes en µg de C-CO2 par heure d'incubation et par gramme de sol se calcule par la formule suivante:

Interprétation des données

La respiration est une mesure de l’activité métabolique de la communauté microbienne du sol.

Plus le sol respire, plus les organismes sont actifs en métabolisant la matière organique facilement assimilable (carbone actif) et les éléments minéraux. Une forte teneur en CO2 est signe d’un sol en bonne santé.

Si le sol ne respire pas ou très peu, soit il présente un réel manque de vie microbienne, soit la teneur en éléments assimilables n’est pas suffisante et devient alors un facteur limitant l’activité microbienne.

Ce test mesure une activité potentielle, c'est à dire celle pouvant s'exprimer dans de bonnes conditions (ici avec une température optimale en ambiance humide). La teneur en CO2 peut être assimilée au taux de minéralisation de la matière organique du sol.

Références

[A] Annabi, M., Bahri, H., & Latiri, K. (2009). Statut organique et respiration microbienne des sols du nord de la Tunisie. Base.

Bernard Barthès, Rapport final 2012. Indicateurs spectraux de la qualité biologique des sols.

[B] Pell, M., Stenstróm, J. O. H. N., & Granhall, U. (2005). 7.2 Soil Respiration. Bloem, J; DW Hopkins & A Benedetti, 117-126.

Wang, W. J., Dalal, R. C., Moody, P. W., & Smith, C. J. (2003). Relationships of soil respiration to microbial biomass, substrate availability and clay content. Soil Biology and Biochemistry, 35(2), 273-284.

Principe

L’échantillon de sol est placé dans une enceinte hermétique contenant un pilulier de soude puis il est mis à incuber. La soude réagit avec le CO2 pour former des ions carbonates, que l’on fait précipiter par l’ajout de chlorure de baryum. L’excès de soude, qui n’a pas réagit avec le CO2, est dosé par un dosage acide-base.

Les réactions chimiques

Le CO2 piégé par la soude est présent dans la solution sous forme de carbonate de sodium (Na2CO3) solubilisé :

L'ajout de chlorure de baryum (BaCl2) permet de faire précipiter les ions carbonates en carbonates de baryum (BaCO3) :

La soude qui n'a pas réagit est amenée à pH 8,3 par addition d'HCl en présence de phénolphtaléine :

A pH 8,3 un virage coloré s'opère, la solution passe du rose au transparent.

Conditions de mise en œuvre

La mesure s'effectue de manière ponctuelle, lorsque l'humidité du sol correspond à la capacité au champ, par exemple après une forte pluie. Le début du printemps est une période favorable à la réalisation de cette mesure.

Matériel et fournitures

Réalisation du protocole

Mise en incubation

1) Prélever 50 g de sol préalablement séché à l'air libre et tamisé à 2 mm et déposer dans un récipient hermétique.

2) Pour ajuster la teneur en eau du sol à 25 % mouiller le sol en ajoutant 12.5ml d'eau déminéralisée. Homogénéiser jusqu'à ce que tout le sol soit mouillé.

3) Déposer un pilulier au centre de l’échantillon et ajouter 15 mL de soude 1 M.

4) Fermer le récipient et mettre à incuber à 28C pendant 3 jours.

5) Pour le blanc déposer un pilulier avec 15 ml de soude à 1 M dans un récipient vide. Fermer le récipient et mettre à incuber avec le/s échantillon/s

Titration

6) Dans un cristallisoir ajouter 1 mL de la solution de soude contenue dans le pilulier de chaque échantillon ou du blanc

7) Ensuite ajouter 2 ml chlorure de baryum à 20 % et 3 à 4 gouttes de phénolphtaléine;

8) Titrer avec l'acide chlorhydrique à 0,05 M en ajoutant goutte à goutte jusqu'à ce que la solution change de couleur, en passant du rose au blanc. Pendant la titration homogénéiser la solution à l'aide d'un agitateur magnétique

9) Noter le volume d'acide utilisé pour chaque cristallisoir.

Facteur de correction des solutions

Pour chaque pair de solutions NaOH/HCl il faut vérifier si la relation est 20:1 (20 ml HCl 0.05M pour chaque 1 ml de NaOH 1M).

1) Dans un cristallisoir ajouter 1 mL de la solution de NaOH 1M.

2) Ajouter 3 à 4 gouttes de phénolphtaléine.

3) Titrer avec l'acide chlorhydrique à 0,05 M en ajoutant goutte à goutte jusqu'à ce que la solution change de couleur, en passant du rose au blanc. Pendant la titration homogénéiser la solution à l'aide d'un agitateur magnétique.

4) Noter le volume d'acide utilisé (Vcorrection).

Exploitation des données

Calcul du facteur de correction

Facteur de correction: 20 ml / Vcorrection

Pour chaque volume de HCl obtenu dans les titrations des echantillons et du blanc il faut le multiplier para le facteur de correction avant de les mettre sur la formule.

Calcul du taux de respiration

Interprétation des données

La respiration est une mesure de l’activité métabolique de la communauté microbienne du sol.

Plus le sol respire, plus les organismes sont actifs en métabolisant la matière organique facilement assimilable (carbone actif) et les éléments minéraux. Une forte teneur en CO2 est signe d’un sol en bonne santé.

Si le sol ne respire pas ou très peu, soit il présente un réel manque de vie microbienne, soit la teneur en éléments assimilables n’est pas suffisante et devient alors un facteur limitant l’activité microbienne.

Ce test mesure une activité potentielle, c'est à dire celle pouvant s'exprimer dans de bonnes conditions (ici avec une température optimale en ambiance humide). La teneur en CO2 peut être assimilée au taux de minéralisation de la matière organique du sol.

Références

Hurisso TT et al (2016). Comparison of Permanganate-Oxidizable Carbon and Mineralizable Carbon for Assessment of Organic Matter Stabilization and Mineralization. Soil Sci. Soc. Am. J. 80:1352–1364.

Annabi, M., Bahri, H., & Latiri, K. (2009). Statut organique et respiration microbienne des sols du nord de la Tunisie. Base.

Bernard Barthès, Rapport final 2012. Indicateurs spectraux de la qualité biologique des sols.

Wang, W. J., Dalal, R. C., Moody, P. W., & Smith, C. J. (2003). Relationships of soil respiration to microbial biomass, substrate availability and clay content. Soil Biology and Biochemistry, 35(2), 273-284.

Résumé

La méthode SituResp® évalue l'activité biologique du sol par la libération de dioxyde de carbone à partir d'un échantillon de sol frais.

Question posée

Quelle est l'intensité de la vie microbienne du sol ?

Principe

La méthode SituResp est basée sur une incubation de 24 heures d'un échantillon de sol frais avec un gel coloré sensible au pH, rempli dans une macro-cuvette de spectrophotomètre. La couleur du gel change au cours du processus d'incubation en raison de la réaction du CO2 par le bicarbonate qu'il contient. Le changement de couleur du gel peut être mesuré avec un spectrophotomètre à 570 nm.

Références

Thoumazeau, A., Gay, F., Alonso, P., Suvannang, N., Phongjinda, A., Panklang, P., Chevallier, T., Bessou, C., Brauman, A., 2017. SituResp® : Une méthode rapide et rentable pour évaluer la respiration basale du sol sur le terrain. Applied Soil Ecology 121, 223-230.

Conditions de mise en œuvre

Portez des gants en nitrile et des lunettes de sécurité pendant les étapes de laboratoire. Ajoutez des gants thermiques lorsque vous manipulez les solutions chauffées.

Matériel et fourniture

Réalisation de la mesure

a) Au laboratoire, une semaine avant l'expérience :

Préparation de la solution indicatrice (pour 1L )

• En utilisant une balance de précision, pesez 16,77 g de KCl, 0,315 g de NaHCO3 et 0,0187 g de rouge Cresol

• Mettre dans une fiole jaugée de 1L et remplir jusqu'à 1L avec de l'eau distillée

  (Utilisez cette solution immédiatement ou conservez-la au maximum 2 mois à 4°C)

Préparation du gel (pour 100 cuvettes)

• À l'aide d'une plaque chauffante munie d'un agitateur magnétique, chauffer et agiter 1,5 g d'agar purifié dans 50 ml de solution aqueuse jusqu'à ébullition complète.

  (la solution doit atteindre au moins 90°C, l'agar doit être complètement en fusion)

• Diluer la solution d'agar avec 100 ml de la solution d'indicateur et maintenir la solution à 60-65°C

• Remplissez les cuvettes en plastique du spectrophotomètre avec 1,5 ml de solution de gel à 60-65°C

b) Sur le terrain :

• Recueillir environ 150 g de terre à l'aide d'une truelle ou d'un cylindre d'échantillonnage du sol

• Tamiser la terre à 5 mm

• Mettre 100g de terre tamisée dans le bocal

• Faire le blanc du spectrophotomètre avec une cuvette d'eau distillée

Expression des résultats

L’invention comporte l’appareil de mesure : « respiromètre » et la chambre d’incubation, les deux éléments sont découplés. Il est ainsi possible de réaliser plusieurs incubations d’échantillons de sol dans différentes chambres, et de lire l’ensemble au moyen d’un appareil unique.

L’instrument fonctionne autour d’un capteur CO2 proche infra-rouge (Sensirion SCD30), permettant des mesures fiables à faible coût. Les chambres d’incubation sont adaptées de verrines du commerce au moyen d’une pièce imprimé en 3D.

Résumé

On enfonce légèrement un cylindre dans le sol. On y verse successivement un volume constant d'eau et on mesure le temps que l'eau met à s'infiltrer. Les valeurs relevées permettent d'évaluer approximativement la perméabilité du sol (valeur approchée du coefficient de perméabilité nommé K).

Questions posées

Quelle est la perméabilité de mon sol ?

Quelle est la quantité d'eau qui peut s'infiltrer en 1 heure ?

Mon sol est il trop compact, trop imperméable

Sources

Angulo-Jaramillo, R., Bagarello, V., Di Prima, S., Gosset, A., Iovino, M., Lassabatere, L., Beerkan Estimation of Soil Transfer (BEST) across soils and scales, Journal of Hydrology (2019), doi: https:// doi.org/10.1016/j.jhydrol.2019.06.007

Lassabatère L. et al. (2009) Numerical evaluation of a analytical infiltrations equations. Water resources researche vol 45 w12415

Xu X. et al. (2009) Estimation and analysis of soil hydraulic properties through infiltration experiments : comparaison of BEST and DL fitting methods Soil use and management 25, 354-361

Parrot Elsa (2010) Apport des méthodes d'infiltrométrie à la compréhension de l'hydrodynamique de la zone non saturée des sols – mémoire Master 2

Simone Di Prima (2013) Automatic analysis of multiple Beerkan infiltration experiments for soil Hydraulic Characterization

Kanzari et al. (2016) Estimation des paramètres hydrodynamiques des sols par la méthode Beerkan Journal of sciences, Agriculture and Biotechnology

Siltecho S. et al. (2015) Use of field and laboratory methods for estimating unsaturated hydraulic properties under different land uses Hydrol. Earth Syst. Sci., 19,1193-1207, 2015

Principes

Mesure de la durée nécessaire à l’infiltration de l’eau. L'eau est introduite progressivement avec des volumes constants et faibles dans un anneau. La durée d’infiltration de chaque volume versé est chronométrée. L’introduction progressive de l’eau permet de ne pas trop influencer la mesure avec une charge d’eau trop importante et variable. Cette méthode bon marché et fiable est facile à mettre en œuvre (Siltecho S. et al. (2015)).

Matériels

• cylindre métallique de 151 mm de diamètre

• verre doseur de 250 ml

• gobelets (10 ou plus selon la durée de l'opération)

• film plastique

non fournis dans le kit Sol Eau:

• chronomètre

• jerrycan d'eau

• massette

• cale en bois

Réalisation de la mesure

Choisir une surface si possible plane et horizontale, couper l'herbe à la cisaille sur ¼ m2, enfoncer l'anneau d'environ 1 à 2 cm de profondeur à l'aide d'un maillet et d'une cale en bois. Vérifier l’horizontalité de l’anneau. Assurez vous de l'étanchéité au bord intérieur de l'anneau et si nécessaire compactez très légèrement le sol en bordure du métal à l'aide d'une baguette ou d'un doigt.

Préparer une série de contenants (gobelets) avec un volume d’eau défini en fonction du diamètre de l’anneau de façon à ce que la lame d’eau au moment du remplissage complet corresponde à environ 1,5 cm. Soit 250 ml pour un cylindre de 15 cm de diamètre.

Ne pas réaliser la mesure sur un sol saturé ou gelé, éviter les taupinières, les grosses racines, les cailloux affleurant. Sur des sols dénudés sensibles à l'érosion placer un film plastique pour protéger la surface du sol lors du versement de l'eau (le risque est de boucher les pores avec les argiles déplacées par l'eau).

L'infiltration se fait par apports successifs de volumes constants. Une dose est versée à chaque fois que la dernière zone d’eau libre (flaque) a disparue. La mesure consiste à chronométrer le temps entre les apports successifs. Lorsque le temps entre deux apports successifs devient statistiquement constant (peu de différences sur trois mesures, moins de 5 secondes) on arrête la manipulation.

Notez les valeurs du temps et des volumes d'eau dans un tableau

Traitement des données

1- Dessiner la courbe de l'infiltration

A partir des valeurs de temps et de volume d'eau cumulé enregistrées, dessinez le graphe sur la feuille de papier millimétrée.

Placez les valeurs sur le graphe, le temps sur l'axe des abscisses (x), les volumes sur l'axe des ordonnées (y).

Il faut généralement éliminer les premières valeurs et ne garder que celles quasiment alignées sur une droite. En effet au début l'infiltration peut être très forte surtout sur des sols secs. Sur la fin de l'expérience la pente de la courbe peut diminuer, ce qui indique que le sol commence à être saturé et que sa perméabilité diminue.

Calculer la durée et les volumes infiltrés de cette portion de courbe (soustraire t2 à t1 et v2 à v1).

2- Calculer la perméabilité

Pour calculer facilement la valeur de la perméabilité utilisez le tableur téléchargeable ci dessous. Reportez les valeurs de temps et de volume dans les cellules saumon du tableur (utilisez Excel ou LibreOffice pour lire le fichier). La perméabilité (K) se calcule automatiquement en m/s et en mm/h.

Interprétation des résultats

On considère que la perméabilité est :

• très élevée pour 10^-1 > K> 10^-3 (graviers moyens à gros)

• assez élevée pour 10^-3 > K > 10^-5 (petits graviers, sables)

• faible pour 10^-5 > K > 10^-7 (sables très fins, sables limoneux)

• très faible pour 10^-7 > K > 10^-9 (limons compacts, argiles silteuses)

Conditions de validité

Deux ou trois mesures par station sont nécessaires. Les mesures ayant un comportement aberrant devront être écartées et remplacées. La présence par exemple d'une galerie de taupe ou de musaraigne peut influencer très largement l'infiltration, ce comportement s'observe très facilement lors du test (disparition très rapide de la colonne d'eau). Le test doit être recommencé sur une nouvelle station plus homogène.

Liens avec d’autres paramètres

Les résultats à examiner systématiquement avec les observations des sondages pédologiques.

Les résultats sont aussi à mettre en relation sur les suivis de l’activité biologique, la texture du sol, la porosité, l'historique de la parcelle ...

Résumé

Des baguettes trouées, contenant un mélange de cellulose et de gel d'Agar-agar sont placées dans le sol. Au terme de 2 à 3 semaines, les baguettes sont retirées du sol et l'on dénombre les trous qui ont été totalement ou partiellement dégradés. L'intensité de la dégradation est une indication de l'activité biologique du sol.

Questions posées

Est-ce que le sol contient des organismes qui dégradent la cellulose ?

Est-ce que l'activité biologique du sol est importante ?

Sources

D'après les protocoles décrits par Werner Kratz The Bait-Lamina Test General (1998), Thoumazeau A. Biofunctool® (2019) et (lien qui n'est plus actif).

Principes

Le Bait-Lamina est une petite baguette comportant 16 trous remplis d'un substrat organique. Les baguettes sont disposées verticalement dans le sol. Après un certain temps (2 à 3 semaines) les baguettes sont retirées. Les trous (appâts) vides ou dégradés sont dénombrés. On considère que l'activité biologique est proportionnelle à la dégradation du substrat.

Matériel

• 8 baguettes chargées de substrat par station, reliées ensemble par un fil en nylon (fil de pêche)

Non fournis dans le kit SolEau :

• 1 couteau

• jalons

Réalisation de la mesure

1. Avec le couteau creuser 8 trous de 10 cm de profondeur, alignés et distant d'environ 30 cm.

2. Enfoncer chaque baguette dans un trou en plaçant le premier trou juste sous la surface du sol.

3. Placer 2 repères au sol (jalons).

4. Laisser les baguettes dans le sol suffisamment longtemps pour que 80 % d'une baguette soit dégradé (~2 à 3 semaines ou plus).

Prendre soin de manipuler avec précaution les baguettes, le remplissage des trous par le gel de cellulose est assez fragile.

Si des trous étaient vides lors de la pose des baguettes, prenez soin de noter leur nombre, il devra être enlever du calcul du score de la station.

Traitement des données

Il s'agit de dénombrer les trous de substrat dégradés totalement ou partiellement et d'attribuer un score à chaque baguette.

score d'une baguette (% dégradation/j) = (somme des scores de chaque trou / nombre de trous) / nombre de jours d'incubation

score de la station (% dégradation/j) = moyenne des scores des 8 baguettes

Interprétation des résultats

Les résultats seront à comparer avec le test litter bag et les autres mesures d'activité biologique. Le référentiel reste à établir.

Références

• Werner Kratz The Bait-Lamina Test General Aspects, Applications and Perspectives - DOI: 10.1007/BF02986394 - ESPR - Environ. Sci. & Pollut. Res. 5 (2) 1998

• Alexis Thoumazeau, Cécile Bessou, Marie-Sophie Renevier, Jean Trap, Raphaël Marichal, Louis Mareschal, Thibaud Decaëns, Nicolas Bottinelli, Benoît Jaillard, Tiphaine Chevallier, Nopmanee Suvannang, Kannika Sajjaphan, Philippe Thaler, Frédéric Gay, Alain Brauman (2019) - Biofunctool®: a new framework to assess the impact of land management on soil quality. Part A: concept and validation of the set of indicators. Ecological Indicators 97 (2019) 100–110

Résumé

On mesure sur le terrain la respiration des organismes et des racines présents dans le sol par le dosage du CO2 libéré dans une enceinte hermétique placée à la surface du sol.

Questions posées

• Quelle est la quantité de CO2 émis par le sol ?

• Quelle est l'intensité de la vie microbienne du sol au moment de la mesure ?

• Peuvent-ils décomposer la matière organique ?

Sources

Inspiré de la malette de l'USDA (Soil Quality Test Kit Guide - USDA, july 2001) et de Parkin (1996).

Principes

Il s’agit d’une variante au protocole de l’USDA, qui permet de suivre en continue sur la période de mesure l’évolution de la teneur en CO2 ainsi que des paramètres associés à cette mesure. La mesure du CO2 est à la fois plus précise et immédiate. Elle permet de connaître la teneur au début de la mesure, le comportement de la station (relargage de CO2 important au démarrage de la mesure p ex), d’enregistrer dans la cloche les paramètres associés immédiatement, toutes choses que la méthode par tube Draëger ne peut réaliser. La manipulation est simplifiée, et les résultats sont plus précis.

La cloche à CO2 est constituée d’un cylindre métallique enfoncé en partie dans le sol, dont l’extrémité supérieure est fermée hermétiquement par un bouchon qui contient le dispositif électronique qui permet d’enregistrer plusieurs paramètres : • Concentration en CO2 • Température et humidité relative de l’atmosphère de la cloche • Température et humidité du sol • Pression atmosphérique • Date et heure • Coordonnées géographiques de la station (GPS en cours d’intégration)

La mesure s’effectue sur une durée de 30 minutes. Les données sont enregistrées sur une carte SD au format CSV.

Il a été montré par Parkin et al. (1996) que l’activité biologique augmente par un facteur de 2 pour une augmentation de la température de 10°C. Il a également été montré (Parkin et al., 1996) que l’activité microbienne est maximale lorsque 60 % des pores du sol sont remplis d’eau. Ainsi afin de standardiser la respiration du sol ces valeurs seront prises en considération dans le traitement des données. C’est pour cette raison que température et humidité du sol sont relevées par ce dispositif.

Il est conseillé de réaliser cette mesure lorsque l'humidité du sol est à la capacité au champ (humidité après ressuyage), si le sol est trop sec il est possible de le mouiller (par exemple en réalisant un test d'infiltration ) et de réaliser la mesure avant mouillage puis 6 à 24 h plus tard.

La température de l’air (chambre de mesure) et la pression atmosphérique sont nécessaires pour calculer la masse de CO2 produite.

Matériel

Réalisation de la mesure

1. Choisir une surface d’étude relativement plane et couper l’herbe à ras.

2. Enfoncer le tube entre 70 et 80 mm à l’aide de la cale en bois et du maillet. Faire attention de ne pas déformer le cylindre métallique. La hauteur à enfoncer dans le sol est marquée sur le tube (peinture blanche). A l’intérieur du tube en place, mesurer 4 hauteurs entre la surface du sol et le haut du tube. Retenir la moyenne (mh) et noter ∆h (mm), ∆h=mh-70, pour pouvoir calculer ultérieurement le volume d’air étudié.

3. Positionner le bouchon sur le tube, enclencher la mesure du capteur (bouton poussoir rouge) et attendre au moins 30 minutes. Le cas échéant protéger le dispositif du rayonnement solaire directe pour éviter des effets de surchauffe de la chambre de mesure (c’est aussi pour cette raison que la chambre est peinte en blanc).

Note : le dispositif électronique consomme beaucoup d’énergie, veiller à la bonne charge des batteries. Une batterie 9 volts en bon état permet de réaliser 2 mesures en condition normale de température.

Traitement des données

Le fichier de données CSV est transféré dans une feuille de calculs Excel afin de calculer la concentration en CO2 mesurée et de la convertir en valeur standardisée.

Détails des calculs effectués:

Volume de la chambre de mesure (Vc): Par construction, le volume de la chambre de mesure est de 0,88 litres si la cloche est enfoncée de 80 mm dans le sol. Il convient de calculer l’écart à cette hauteur de 80 mm (∆h) si l’enfoncement réel est différent. Vc = (0,88 +/- (∆h x 0,0186) ) litres

Surface de la mesure (Sm) : Sm= 186 cm2

L’émission de CO2 en 30 ‘ est calculée à partir de la courbe des données (∆ppm 30’ ). Il convient d’éliminer le cas échéant les enregistrements des premières minutes si ils ne sont pas représentatifs de la mesure. On observe en effet souvent un dégazage important les premières minutes, probablement du aux perturbations liées à la mise en place du cylindre dans le sol, avant que l’émission de CO2 ne se stabilise et devienne régulière.

La masse de CO2 émise est donnée par la formule suivante:

• m : masse CO2 g produite en 30 ‘ par la surface Sm

• Vc : volume de la chambre en l

• ∆ppm 30’ : émission de CO2 en 30 ‘

• P : pression atmosphérique en hPa

Standardisation des données

Les différences de température et de la teneur en eau des sols doivent être prises en compte afin de pouvoir les comparer. Pour standardiser la température du sol à 25°C, le taux de respiration du sol est multiplié par :

• 2 ^[(25-T)/10] pour des sols aux températures (T) comprises entre 15 et 35 °C ,

• 4 ^[(25-T)/10] pour des sols aux températures (T) comprises entre 0 et 15 °C ,

L’activité microbienne est maximale lorsque 60 % des pores du sol sont remplis d’eau. Une standardisation de la teneur en eau est faite pour cette valeur. Connaissant les données issues des protocoles et , on peut calculer l’espace poreux remplie d’eau (EP) en %, selon la formule :

Avec : W = la teneur en eau, en %; da = la porosité apparente, en g/cm3; 2,65 = densité moyenne des particules

• 30 % < EP < 60 % : Respiration du sol60 = taux de respiration x (60 / %EP mesuré)

• 60 % < EP < 80 % : Respiration du sol60 = taux de respiration / [ (80 - %EP mesuré) x 0,03] + 0,4

• EP > 80 % : la respiration est restreinte par les conditions d’humidité du milieu, elle ne doit pas être mesurée.

Interprétation des résultats

Références

• Soil Quality Test Kit Guide - USDA, july 2001.

• Parkin, T. B., Doran, J. W., Franco-Vizcaino, E., & Jones, A. J. (1996). Field and laboratory tests of soil respiration. Methods for assessing soil quality., 231-245.

Résumé

L'activité biologique du sol est estimée par le biais de l'étude de la dégradation de la litière forestière. Un sachet rempli de litière forestière appelé litter bag est installé à la surface du sol et recouvert de litière. Sa masse est pesée avant et après les 10 jours de pose. La différence renseigne sur la vitesse de dégradation de la litière et donc sur l'activité biologique du sol.

Questions

Est-ce que le sol contient des organismes qui dégradent la matière organique ? Quelle est l’intensité de l’activité biologique du sol ?

Source

Mathieu Santonja, Catherine Fernandez, Magali Proffit, Charles Gers, Thierry Gauquelin, et al.. Plant litter mixture partly mitigates the negative effects of extended drought on soil biota and litter decomposition in a Mediterranean oak forest. Journal of Ecology, Wiley, 2017, 105 (3), pp.801-815.

Principe

Une quantité définie de litière forestière est mise dans un sachet à petite maille. Celui-ci est scellé, posé à la surface du sol, puis recouvert de litière. 10 jours plus tard le sachet est récupéré. Le contenu du sachet est pesé. La différence de masse avant/après permet d’estimer le taux de dégradation de la litière qui est un indicateur de l’activité biologique du sol.

Condition

Test à réaliser au printemps.

Matériel

• sachet 10x10 cm

• balance

• rubalise

• gants

Réalisation de la mesure

Mise en place

1. Sur le terrain, remplir le sachet avec des feuilles de litière fraiche, environ 10g (noter la masse précise). Manipuler les feuilles et le sachet avec des gants pour éviter de laisser une odeur.

2. Sceller le sachet (bolduc) et y accrocher de la rubalise.

3. Déposer le sachet à la surface du sol et le recouvrir de litière. Laisser dépasser la rubalise pour retrouver le sachet après 10 jours de pose.

Au bout de 10 jours, récupérer le sachet et le conserver dans un sac plastique jusqu'au moment des observations.

Réalisation des observations

1. Ouvrir le sachet pour récupérer les feuilles.

2. Peser les feuilles pour connaitre la masse de litière qui a été dégradée.

Traitement des données

Interprétation

Résumé

Un échantillon de sol est mis au contact d'un réactif oxydant. La quantité de réactif transformé par la réaction est dosée par une méthode colorimétrique. La mesure peut se faire à proximité du champ.

Résumé

Cette mesure vise à quantifier le nombre de spores de champignons présentes dans le sol. L'abondance et la diversité des spores constituent une approximation du potentiel mycorhizogène d'un sol. La présence de mycorhizes améliore le transfert des éléments nutritifs présents dans le sol vers le système racinaire des plantes. Les mycorhizes assurent également une meilleure stabilité du sol.

Résumé

Le dispositif de Berlèse est utilisé pour extraire la faune de petite taille. Un échantillon de sol est prélevé sur le terrain puis amené au laboratoire pour y extraire le maximum d'individus vivant dans cet échantillon. Fuyant la lumière, les invertébrés qui sont normalement invisibles à l'œil nu tombent dans le bocal situé sous l'échantillon de sol. L'identification des groupes faunistiques permet de connaître la diversité biologique du sol, en savoir plus sur son fonctionnement, son équilibre,...

Résumé

La glomaline est une glycoprotéine produite dans le sol par les mycéliums des champignons mycorhiziens. Quantifier la présence de glomaline dans un sol permet d'estimer sa richesse en champignons mycorhiziens et sa stabilité face à l'érosion.

Questions

Est-ce que mon sol abrite une faune diversifiée ? Qui sont les habitants à la surface de mon sol ? Qu’est-ce que leur présence m’apprend ?