Résumé

La porosité d’un sol représente le volume de l’ensemble des pores du sol occupés par l’eau ou l’air. Sa mesure permet de donner certaines indications sur les capacités de drainage ou de rétention de l’eau dans le sol. La porosité est exprimée en pourcentage du volume de sol mesuré.

Question posée

Quel est le volume de mon sol qui peut être occupé par l'eau ou l'atmosphère ?

Principe

La porosité est calculée à partir des densités apparente et réelle du sol. La densité apparente du sol correspond à sa masse par unité de volume de sol sec en place et elle est exprimée en g/cm3. La mesure de la densité réelle pose souvent des problèmes de fiabilité quant à sa mesure. Sauf cas particulier, la densité réelle varie entre 2.5 et 2.8 g/cm3. Il est ainsi possible d’utiliser la valeur moyenne de 2.65 g/cm3. Il est également possible de mesurer sa valeur en laboratoire (la méthode est présentée ci-dessous).

Matériel

• Petite pelle ;

• cylindres métalliques (Eijkelkamp ; V = 100 mL) avec couvercles ;

• un couteau ;

• sac plastique,

• étuve à 105 °C ;

• une balance analytique de précision 0. 1 mg.

• Densité apparente : Récipients type assiettes (supportant des T = 105°C)

• Densité réelle : Ballon jaugés (50 mL) ; burette (50 mL) ; méthanol

Réalisation dee la mesure

Réalisation des observations :

Densité apparente :

Sur le terrain :

• prélever un échantillon de sol à l’aide du cylindre en tassant le moins possible le sol et en évitant les endroits caillouteux.

Au laboratoire :

• Couper le sol à ras du cylindre et refermer le cylindre avec ses couvercles.

• En laboratoire déposer le cylindre sur l’assiette, retirer les couvercles et le faire sécher à l’étuve (105 °C) pendant 24 h.

• Une fois refroidit peser et noter la masse M1 de l’échantillon sec, sans le cylindre.

Densité réelle :

Sur le terrain :

• prélever un peu de terre à proximité de la prise d’essai effectuée pour mesurer la densité apparente. Prélever environ 100 g

Au laboratoire :

1. Faire sécher à 105 °C la prise d’essai puis prélever 20 g (M2) .

2. Placer la prise d’essai dans le ballon jaugé de 50 mL.

3. Remplir la burette avec 50 mL de méthanol.

4. Laisser couler environ 20-25 mL de méthanol dans le ballon jaugé puis secouer énergiquement jusqu’à disparition des bulles d’air. Tous les pores de l’échantillon sont alors remplis du méthanol.

5. Compléter le ballon jusqu’au trait de jauge.

6. Noter le volume de méthanol non utilisé Vm (volume restant dans la burette)

7. Le volume de sol (sans les pores) correspond au 50 ml de méthanol initial moins la quantité restante dans l’éprouvette.

8. Répéter les mesures 3 fois

Traitement des données

La densité apparente se calcule selon la formule suivante :

avec : M1 : Masse de l’échantillon sec (en g) ; Vc : Volume du cylindre (en ml)

La densité réelle se calcule selon la formule suivante :

avec : M2 : Masse de l’échantillon sec (en g) Vm : Volume de méthanol restant dans la burette (en ml)

La porosité totale du sol P (%)

Utiliser soit la valeur de la densité réelle (dr) mesurée, soit la constante 2,65 qui correspond à la valeur moyenne de la densité réelle qui est définie à 2,65 g/cm3.

Interprétation des résultats

La densité apparente sert d’indicateur sur la compaction du sol et par conséquence sur les restrictions pour le développement des racines. Un sol trop compacte est aussi un sol dont l'activité microbienne est contrainte par manque d'eau et d'oxygène. Les valeurs varient généralement entre 1,0 et 1,7 g/cm3 et augmentent avec la profondeur du profil du sol. La porosité d’un sol varie de 30 % pour les sols à texture très fine et très tassés à 70 % pour les sols riches en humus et à texture équilibrée. Elle nous renseigne sur les capacités de drainage ou de rétention de l’eau dans le sol.

Références

• BAIZE D. (2018) - Guide des analyses en pédologie 3 édition revue et augmentée - ed Quae

• Manuel de laboratoire, Mesure de la porosité du sol - Université de Neuchâtel, 2007

• USDA Natural Resources Conservation Service - Soil Quality Institute - Soil Quality Test Kit Guide - Bulk Density Test - July 2001

Résumé

Cette mesure permet d’évaluer la stabilité des agrégats sur sol humide. Un volume de sol est soumis à des conditions de saturation en eau suivi d’une désagrégation mécanique. Le diamètre moyen pondéré des agrégats récoltés est alors mesuré.

Questions posées

Quel est le comportement physique des agrégats du sol lorsque le sol est humide ?

Sources

Méthode inspirée par Le Bissonnais, Y., & Le Souder, C. (1995). Mesurer la stabilité structurale des sols pour évaluer leur sensibilité à la battance et à l'érosion. Etude et Gestion des sols, 2(1), 43-56

Principe

Les agrégats du sol qui vont se désagréger facilement lorsque le sol est humide vont perdre de leur matière sous l’action de la pluie. Leurs diamètres seront alors diminués et des particules fines seront perdues. La mesure vise à reproduire en laboratoire l'effet de l'érosion hydrique. Des agrégats de tailles comprises entre 3,15 mm et 5 mm sont premièrement immergés dans de l’éthanol afin de les humecter. Ensuite on remplace l’éthanol par de l’eau puis on secoue le flacon. Suite à cette désagrégation mécanique la taille des particules aura diminué. On pèse alors la masse des agrégats selon trois classes de tailles.

matériel

• petite pelle

• boite rigide

• balance analytique 0,0001g

• étuve

• tamis 500 μm; 1; 3,15; 5 mm

• bécher 250 ml, erlenmeyer 250 ml (gradué 200 ml avec bouchon)

• pisette 500 ml

• pipette 50 ml avec poire en caoutchouc

• tamiseuse

• eau déminéralisée

• éthanol

Réalisation de la mesure

1. Prélever environ 100 g de terre dans sa partie supérieure (en dessous de la croûte ou de la litière).

2. Transporter jusqu’au laboratoire dans une boîte rigide.

3. Mettre à sécher à l’air ambiant et ventilé. Durant cette période de séchage, les plus grosses mottes peuvent être périodiquement brisées manuellement.

4. L’échantillon est ensuite passé au tamis et les agrégats de 3,15 mm à 5 mm sont prélevés pour le test.

5. Ils sont mis à l’étuve à 40 °C pendant 24h.

6. Peser 5 à 10 g d’agrégats et noter la masse initial Mi.

7. Verser 50 mL d’éthanol dans le bécher puis immerger les agrégats pendant 30 min.

8. Par pipetage évacuer l’éthanol.

9. Verser 50 mL d’eau déminéralisée dans l’erlenmeyer et y ajouter les agrégats en s’aidant de la pissette. Ajuster le niveau d’eau à 250 mL, en prenant garde de faire couler l’eau sur les bords du récipient.

10. Bouchonner et agiter manuellement en effectuant 10 retournements énergiques.

11. Laisser reposer 30 min puis évacuer l’eau par pipetage.

12. Transférer les agrégats sur le tamis de 500 μm (si non disponible sur celui de 1 mm) et immerger le dans l’éthanol en prenant soin de ne pas piéger de bulles d’air sous le tamis. L’éthanol permet de limiter la réagrégation des particules durant le séchage.

13. Faire un mouvement hélicoïdal à raison de 5 cycles d’une seconde.

14. Faire sécher les agrégats présents dans le tamis à 105 °C pendant 3h.

15. Les agrégats secs sont passés dans le tamis de maille 3,15 mm. Peser le refus et passer le reste des agrégats sur les tamis vibrants de maille 2 et 1 mm.

16. Agiter la tamiseuse pendant 3 minutes (agitation minimale) de manière à permettre l’étalement des agrégats sur les tamis.

17. Peser la masse des fractions : 5 - 3,15 mm : refus au tamis de maille 3,15 mm 3,15 – 1 mm : refus au tamis de maille 1 mm ; < 1 mm : la masse de cette fraction sera déduite par rapport au poids initial de l’échantillon.

Traitement des données

La masse de la fraction < 1 mm est calculée par rapport au poids initial : M<1 (g) = Mi – M5-3,15 - M3,15-1

Le pourcentage de chaque fraction est mesuré par rapport à la masse initiale de l’échantillon (Mi). Ainsi le pourcentage de chaque fraction F(%) est calculé selon la masse de la fraction MF par la formule suivante:

Interprétation des résultats

Les mesures sont placées dans un triangle représentant le pourcentage des trois fractions.

Utilisez le tableur « Stabilité des agrégats ».

Références

• Le Bissonnais, Y., & Le Souder, C. (1995). Mesurer la stabilité structurale des sols pour évaluer leur sensibilité à la battance et à l'érosion. Etude et Gestion des sols, 2(1), 43-56

• Norme AFNOR NF X 31-515, Juin 2005 – Mesure de la stabilité des agrégats de sols pour l’évaluation de la sensibilité à la battance et à l’érosion hydrique

• Manuel de laboratoire, Stabilité structurale - Université de Neuchâtel, 2007

Résumé

Des petits fragments de sol (agrégats) sont immergés dans l'eau selon un protocole précis. L'observation de leur état après immersion permet de proposer un indice de stabilité.

Question posée

La surface de mon sol résiste-t-elle à l'érosion hydrique ?

Sources

Soil quality test guide - 2001 - USDA - JE HERRICK 2001, Biofunctool 2019

Principes

Dans une boite en plastique (genre boite à hameçons pour pécheurs), sont disposés des petits "panier-tamis" sur lesquels sont posés des agrégats de sol. Les agrégats seront immergés dans l'eau puis ressortis et immergés 5 fois de suite. Leur état est qualifié selon une série de critères qui permettent d'évaluer un indice de stabilité.

Matériels

• slake robot

• petite spatule pour les prélèvements

• eau

Réalisation de la mesure

Pour échantillonner une station:

• Prélever un échantillon en surface (0-2 cm de profondeur). Attention de ne pas compacter l'échantillon.

• Pour de sol très érodable, Prélever un échantillon en profondeur (2-10 cm de profondeur).

• Laisser les sécher à l'air libre .

Au laboratoire :

• Choisir 18 agrégats de 6 à 8 mm de diamètre

• Placer 1 agrégat par assiette du robot, 9 agrégats au total.

• Remplir la boite d'immersion avec 2 cm d'eau. L'eau doit avoir une température proche de celle de la terre.

• Ajouter de l’eau dans la boite compartimentée. L'eau doit avoir une température proche de celle de la terre.

• Préparer une grille en papier avec 9 carrés pour noter le score de chaque agrégat.

• Allumer le slake robot, observer le comportement des agrégats dans le temps et noter les scores de chacun

T 0 seconde : Immerger un tamis dans l'eau.

T 5 seconde : Observer l'état de l'échantillon après 5 secondes d'immersion (classe de stabilité 1)

T 30 seconde : Observer l'état de l'échantillon après 30 secondes d'immersion (classe de stabilité 2)

T 5 minute : ressortir le tamis, observer l'état de l'agrégat (classe de stabilité 3).

• Répéter la procédure avec les 9 agrégats restants

Traitement des données

Faire la moyenne des scores des 18 agrégats

L'indice de stabilité va varier de 0 (sol très instable) à 6 (sol très stable)

Références

• J.E Herrick W.G Whitford A.G de Soyza J.W Van Zee K.M Havstad C.A Seybold M Walton - 2001 - Field soil aggregate stability kit for soil quality and rangeland health evaluations - https://doi.org/10.1016/S0341-8162(00)00173-9

• Alexis Thoumazeau, Cécile Bessou, Marie-Sophie Renevier, Jean Trap, Raphaël Marichal, Louis Mareschal, Thibaud Decaëns, Nicolas Bottinelli, Benoît Jaillard, Tiphaine Chevallier, Nopmanee Suvannang, Kannika Sajjaphan, Philippe Thaler, Frédéric Gay, Alain Brauman (2019) - Biofunctool®: a new framework to assess the impact of land management on soil quality. Part A: concept and validation of the set of indicators. Ecological Indicators 97 (2019) 100–110

• Soil quality test guide - 2001 - USDA

Le protocole Biofunctool est modifié pour obtenir un score de stabilité de la surface. Dans le cas de sols très érodables il est recommandé de realiser une mesure de stabilité en profondeur (2-10 cm).

Un laboratoire participatif

Un espace et des équipements mis à disposition par les coopératives du groupe Eïwa (Scop SAGNE, Rhizobiòme et KAIROS compensation).

Un programme de formation

Le Rés Eau Sol: un programme de formation destiné aux agriculteurs, maraichers, sylviculteurs pour apprendre à maitriser les outils et les protocoles d'observation de la santé du sol.

Des stages de 2 ou 3 jours pour les personnes qui sont éloignées du labo.

Des ressources en ligne

Les tutoriels écrits présentant les protocoles, les techniques de laboratoire, les outils à construire soi même (DIY). Et mêmes des tutoriels filmés dans média Eïwa.

Le wiki sol eau: ensemble d'articles sur le thème de la biologie et la santé des sols

L'appli sol eau: l'application web permettant de saisir les données collectées

Du matériel en open source

Des instruments de mesures, des ustensiles de laboratoire à fabriquer soi même pour rendre accessible les techniques de mesures scientifiques au plus grand nombre.

Et le Kit sol eau pour réaliser soi même les principaux protocoles.

incubateur maison, support de pipette, agitateur rotatif, agitateur orbital, spectrophotomètres, slake robot, extracteur de nématodes, tamis, des rack, support pour des tests de germination de graines d'orchidées !

Calcul de la conductivité hydraulique verticale à saturation Ks avec le protocole Beerkan simplifié. D’après Simone Di Prima Università degli Studi di Sassari (Sardaigne)

Construire la courbe de l'infiltration cumulée l(mm) en fonction du temps t(s)

Faire l’analyse de la régression linéaire du rapport de la sorptivitée (I/t^0.5) et du temps à la puissance ½

Éliminer si nécessaire les premières valeurs liées à des perturbations de l’infiltration au démarrage du test

En déduire la pente de la droite (ici b1 = 0,076)

Il est introduit dans le calcul un facteur α* qui décrit l’importance relative de la gravité et de la capillarité dans le phénomène d’infiltration

α* dépend de la texture des sols

• sol très argileux : 0,001

• sol argileux : 0,04

• argilo-limono-sableux : 0,012 (le cas le plus courant)

• sol très sableux : 0,036

La conductivité K est donnée par la formule ci contre, où r est le rayon de l’anneau en mm

Pour calculer les paramètres selon la méthode BEST

A la fin de l'expérimentation, le prélèvement d'un échantillon dans le cylindre d'infiltration permet de déterminer l'humidité du sol à saturation (θs). La densité apparente et la texture doivent également être connues ou alors mesurées au laboratoire.

La méthode BEST (Beerkan Estimation of Soil Transfer Parameters) est un modèle développé par Laurent Lassabatére [Lassabatére et al. (2006)] pour faciliter la détermination des paramètres hydrodynamiques du sol. Une fois les données collectées, un algorithme développé sous Excel et SciLab permet de calculer les paramètres de l’essai. Se référer à la bibliographie. https://bestsoilhydro.wordpress.com/

Documentation

https://bestsoilhydro.net/

Résumé

Une pluie est simulée à l'aide d'un dispositif portable. Les mesures permettent d'évaluer l'infiltration et le ruissellement de la station de mesure. Le dispositif peut aussi être utilisé pour évaluer la stabilité structurale des agrégats du sol face à l'érosion hydrique.

Questions posées

Quelle est la part des précipitations infiltrées et celle du ruissellement lors d'une pluie d'une intensité connue ?

Comment se comporte mon sol face à l'érosion hydrique ?

Sources

Université Cornell , Ithaca, Etat de New York, USA

Principes

Un réservoir d'eau conçu pour appliquer le principe du vase de Mariotte, laisse s'écouler, à débit constant, des gouttes d'eau sur le sol. Sous ce réservoir, un cylindre métallique équipé d'un tuyau permet de récupérer l'eau de ruissellement. L'eau infiltrée dans le sol est déduite par le calcul.

Matériels

• simulateur de pluie en plexiglas avec son tube bulleur et le bouchon

• anneau métallique et tuyau de récupération des eaux de ruissellement

• massette et planche en bois martyr pour enfoncer le cylindre

• tube gradué de 1000 ml

• béchers de 1000 ml (2)

• jerrican d'eau

• entonnoir

• chronomètre

• niveau à bulle

• balance de terrain

• carnet de notes

Réalisation de la mesure

Le simulateur doit être préalablement calibré pour connaitre son débit selon la profondeur d'enfoncement du tube bulleur dans le réservoir.

• nettoyer la station de mesure (cailloux, débris végétaux et autres) notamment pour ne pas entraver le ruissellement en bouchant le tuyau.

• éviter les sols fissurés et les galeries d'animaux fouisseurs ...

• placer l'anneau d'infiltration en fonction de la micro-topographie, de façon à ce que le trou et le tube de sortie soient en pente descendante.

• enfoncer l'anneau jusqu'à ce que la base du trou de sortie affleure. L'enfoncement s'effectue en plaçant une planche de bois martyr sur laquelle on frappe avec un maillet. Vérifier l'horizontalité avec un niveau.

• placer le tuyau et réaliser un trou dans le sol au bout de celui ci, d'une taille suffisante pour y placer un bécher

• Placer le simulateur de pluie sur une surface plane et propre en prenant soin de protéger les tubes d'égouttement. Retirez le grand bouchon. Le remplir d'eau. Un grand entonnoir avec un filtre facilite le déversement et aide à éliminer les débris qui pourraient s'accumuler dans l'appareil et boucher les tubes d'égouttement. Enfoncer les bouchons en utilisant de la graisse sous vide pour les rendre étanche à l'air. L'air ne doit entrer que par le tube à bulles.

• Si nécessaire, soufflez doucement dans le tube à bulles pendant quelques secondes pour éliminer les bulles d'air des tubes capillaires. Cela devrait être fait avant la première mesure, mais pas par la suite. Pincer le tuyau en caoutchouc du tube à bulles avec le collier de serrage ou la pince (clamp). Le simulateur de pluie ne perdra pas d'eau lorsque le tube à bulles est pincé et que le bouchon est en place.

• Placez soigneusement le simulateur de pluie sur l'anneau de façon à ce que la base de l'appareil soit au même niveau que le haut de l'anneau. Éviter de cogner les extrémités des tubes capillaires avec la bague. Les tubes sont fragiles et peuvent se briser.

• Mesurez et notez la hauteur initiale de l'eau (H1) dans la fenêtre en lisant la hauteur à côté de la règle. Retirer le collier (ou clamp) du tube à bulles et démarrer le chronomètre.

• Surveillez le tuyau pour détecter le premier signe de ruissellement dans le bécher et notez l'heure (TRO) et le niveau d'eau. Prendre des mesures supplémentaires à intervalles réguliers. Des intervalles de 3 à 5 minutes sont suggérés mais dépendront de la quantité de ruissellement.

• Pour prendre une mesure du volume d'eau de ruissellement, bloquez temporairement l'écoulement sortant de la tubulure et changez rapidement de bécher. En même temps, lire le niveau d'eau sur la règle située sur le côté de l'infiltromètre. Le niveau d'eau et le temps ont été mesurés (t).

• Si le bouillonnement du tube à bulles interfère avec la prise de mesure, placez le doigt sur l'extrémité du tube à bulles momentanément pour arrêter la turbulence, puis prenez la mesure.

• Tarer le cylindre gradué sur la balance de terrain et verser l'eau du bécher collecteur dans le cylindre en prenant soin de ne pas renverser. Inscrire le poids (Vt) sur la fiche technique. Jeter l'eau et entreposer la bouteille et le bécher inclinés ou à l'envers pour évacuer l'eau résiduelle. Re-tarer le cylindre avant chaque mesure.

• Réaliser les mesures à intervalle défini aussi longtemps que vous le désirez ou jusqu'à ce que le niveau d'eau atteigne le fond du tube à bulles. Arrêter l'opération avant que le niveau d'eau soit plus bas que la base du tube bulleur.

• Retirer le simulateur de pluie de l'anneau et le placer sur une surface propre et plane. Laisser l'eau dans l'anneau continuer à s'écouler de la tubulure jusqu'à ce qu'elle cesse de remplir le bécher. Mesurez cette quantité. Avec une poire en caoutchouc, aspirer toute l'eau accumulée dans l'anneau, puis peser et noter la quantité.

• Vider les restes d'eau du simulateur de pluie. Enlever l'anneau d'infiltration et remplir les trous avec la terre déplacée.

Au laboratoire, rincer le simulateur de pluie avec une solution à 10% d'eau de Javel domestique après chaque utilisation. Ceci empêchera la croissance microbienne dans les tubes capillaires.

Traitement des données

Débit des précipitations simulées (rainfall rate)

r en cm min-1 H1= hauteur d’eau initiale (cm) H2 = hauteur d’eau finale (cm) Tf = durée de la mesure (min)

Débit de l’écoulement de surface (runoff rate)

rot en cm min-1, a = aire de l’anneau (cm2), t = durée de l’écoulement (min), Vt = volume de l’écoulement (cm3)

Débit d’infiltration (infiltration rate)

It en cm min-1

Estimation de la sorptivité

TRO = temps avant l’écoulement initial (min) (time to runoff), r= débit de l’écoulement (cm/min)

Recommandations

Si le ruissellement met un temps excessif avant de s'écouler, c'est peut être à cause d'une fissure dans le sol ou d'une galerie . Déplacez le simulateur.

Le fonctionnement à la lumière directe du soleil peut entraîner la formation de bulles d'air et boucher les tubes capillaires, ce qui ralentira ou arrêtera l'égouttement. Faite de l'ombre pour protéger le simulateur de pluie du soleil.

Il est recommandé de remplir les jerricans d'eau 24 h avant pour que l'air s'échappe de l'eau.

Si un tube capillaire est cassé ou bouché, il peut être remplacé.

Interprétation des résultats

CF. le document de l'Université Cornell Field Procedures and Data Analysis for the Cornell Sprinkle Infiltrometer.

Références

OGDEN, Van ES, SCHINDELBECK, 1997, Miniature rain simulator for field measurement of soil infiltration","Minuature rain simulator for field measurement of soil infiltration","Soil Science Society of America Journal 61(4)" doi:10.2136/sssaj1997.03615995006100040008x

Cornell University, Field Procedures and Data Analysis for the Cornell Sprinkle Infiltrometer. Department of Crop and Soil Sciences Research Series R03-01.

CDPR- 2005, Standard operating prodedure - Measuring infiltration rate with a Cornell sprinkle infiltrometer

Principe

Résumé

On mesure sur le terrain la respiration des organismes et des racines présents dans le sol par le dosage du CO2 libéré dans une enceinte hermétique placée à la surface du sol.

Questions posées

• Quelle est la quantité de CO2 émis par le sol ?

• Quelle est l'intensité de la vie microbienne du sol au moment de la mesure ?

• Peuvent-ils décomposer la matière organique ?

Sources

Inspiré de la malette de l'USDA (Soil Quality Test Kit Guide - USDA, july 2001) et de Parkin (1996).

Principes

Il s’agit d’une variante au protocole de l’USDA, qui permet de suivre en continue sur la période de mesure l’évolution de la teneur en CO2 ainsi que des paramètres associés à cette mesure. La mesure du CO2 est à la fois plus précise et immédiate. Elle permet de connaître la teneur au début de la mesure, le comportement de la station (relargage de CO2 important au démarrage de la mesure p ex), d’enregistrer dans la cloche les paramètres associés immédiatement, toutes choses que la méthode par tube Draëger ne peut réaliser. La manipulation est simplifiée, et les résultats sont plus précis.

La cloche à CO2 est constituée d’un cylindre métallique enfoncé en partie dans le sol, dont l’extrémité supérieure est fermée hermétiquement par un bouchon qui contient le dispositif électronique qui permet d’enregistrer plusieurs paramètres : • Concentration en CO2 • Température et humidité relative de l’atmosphère de la cloche • Température et humidité du sol • Pression atmosphérique • Date et heure • Coordonnées géographiques de la station (GPS en cours d’intégration)

La mesure s’effectue sur une durée de 30 minutes. Les données sont enregistrées sur une carte SD au format CSV.

Il a été montré par Parkin et al. (1996) que l’activité biologique augmente par un facteur de 2 pour une augmentation de la température de 10°C. Il a également été montré (Parkin et al., 1996) que l’activité microbienne est maximale lorsque 60 % des pores du sol sont remplis d’eau. Ainsi afin de standardiser la respiration du sol ces valeurs seront prises en considération dans le traitement des données. C’est pour cette raison que température et humidité du sol sont relevées par ce dispositif.

Il est conseillé de réaliser cette mesure lorsque l'humidité du sol est à la capacité au champ (humidité après ressuyage), si le sol est trop sec il est possible de le mouiller (par exemple en réalisant un test d'infiltration ) et de réaliser la mesure avant mouillage puis 6 à 24 h plus tard.

La température de l’air (chambre de mesure) et la pression atmosphérique sont nécessaires pour calculer la masse de CO2 produite.

Matériel

Réalisation de la mesure

1. Choisir une surface d’étude relativement plane et couper l’herbe à ras.

2. Enfoncer le tube entre 70 et 80 mm à l’aide de la cale en bois et du maillet. Faire attention de ne pas déformer le cylindre métallique. La hauteur à enfoncer dans le sol est marquée sur le tube (peinture blanche). A l’intérieur du tube en place, mesurer 4 hauteurs entre la surface du sol et le haut du tube. Retenir la moyenne (mh) et noter ∆h (mm), ∆h=mh-70, pour pouvoir calculer ultérieurement le volume d’air étudié.

3. Positionner le bouchon sur le tube, enclencher la mesure du capteur (bouton poussoir rouge) et attendre au moins 30 minutes. Le cas échéant protéger le dispositif du rayonnement solaire directe pour éviter des effets de surchauffe de la chambre de mesure (c’est aussi pour cette raison que la chambre est peinte en blanc).

4. Après 30 minutes, arrêter la mesure. Prendre soin de sauvegarder les données

Note : le dispositif électronique consomme beaucoup d’énergie, veiller à la bonne charge des batteries. Une batterie 9 volts en bon état permet de réaliser 2 mesures en condition normale de température.

Traitement des données

Le fichier de données CSV est transféré dans une feuille de calculs Excel afin de calculer la concentration en CO2 mesurée et de la convertir en valeur standardisée.

Détails des calculs effectués:

Volume de la chambre de mesure (Vc): Par construction, le volume de la chambre de mesure est de 0,88 litres si la cloche est enfoncée de 80 mm dans le sol. Il convient de calculer l’écart à cette hauteur de 80 mm (∆h) si l’enfoncement réel est différent. Vc = (0,88 +/- (∆h x 0,0186) ) litres

Surface de la mesure (Sm) : Sm= 186 cm2

L’émission de CO2 en 30 ‘ est calculée à partir de la courbe des données (∆ppm 30’ ). Il convient d’éliminer le cas échéant les enregistrements des premières minutes si ils ne sont pas représentatifs de la mesure. On observe en effet souvent un dégazage important les premières minutes, probablement du aux perturbations liées à la mise en place du cylindre dans le sol, avant que l’émission de CO2 ne se stabilise et devienne régulière.

La masse de CO2 émise est donnée par la formule suivante:

• m : masse CO2 g produite en 30 ‘ par la surface Sm

• Vc : volume de la chambre en l

• ∆ppm 30’ : émission de CO2 en 30 ‘

• P : pression atmosphérique en hPa

• T : température en K

• M : masse molaire du CO2 = 44,0099 g mol-1

• R : constante des gaz parfaits = 8,314

• Sm : surface de la mesure= 186 cm2 = 0,0186 m2

Standardisation des données

Les différences de température et de la teneur en eau des sols doivent être prises en compte afin de pouvoir les comparer. Pour standardiser la température du sol à 25°C, le taux de respiration du sol est multiplié par :

• 2 ^[(25-T)/10] pour des sols aux températures (T) comprises entre 15 et 35 °C ,

• 4 ^[(25-T)/10] pour des sols aux températures (T) comprises entre 0 et 15 °C ,

Avec : W = la teneur en eau, en %; da = la porosité apparente, en g/cm3; 2,65 = densité moyenne des particules

• 30 % < EP < 60 % : Respiration du sol60 = taux de respiration x (60 / %EP mesuré)

• 60 % < EP < 80 % : Respiration du sol60 = taux de respiration / [ (80 - %EP mesuré) x 0,03] + 0,4

• EP > 80 % : la respiration est restreinte par les conditions d’humidité du milieu, elle ne doit pas être mesurée.

Interprétation des résultats

Références

• Soil Quality Test Kit Guide - USDA, july 2001.

• Parkin, T. B., Doran, J. W., Franco-Vizcaino, E., & Jones, A. J. (1996). Field and laboratory tests of soil respiration. Methods for assessing soil quality., 231-245.

Objectif

Le dosage du carbone organique total du sol nous permet d’évaluer la quantité de matière organique présente dans des échantillons de sols.

Principe

Le carbone de la matière organique est oxydé par un mélange de bichromate de potassium et d’acide sulfurique. On admet que l’oxygène consommé est proportionnel au carbone que l’on veut doser. Après la réaction, le bichromate en excès, qui n’a pas réagi avec l’échantillon, est titré par le sel de Mohr. Ce dosage permet de définir la concentration de carbone organique total.

La mesure de l’humidité résiduelle est nécessaire pour calculer la teneur en carbone organique

Condition de mise en œuvre

Matériel et fourniture

Préparation des solutions

Trois solutions sont à préparer. L’eau utilisée pour réaliser ces solution est de l’eau déminéralisée.

Solution 1 : Mélange oxydant au bichromate de potassium K2Cr2O7 : Après chaque pesée, la balance ainsi que la paillasse sont soigneusement nettoyées à l’aide d’un papier absorbant humidifié et jeté par la suite dans la poubelle adaptée.

Dans le ballon, équipé de l’agitateur, dissoudre 19,86 g de K2Cr2O7 dans 200 ml d’eau puis ajouter avec précaution 400 ml de H2SO4 et 200 ml de H3PO4. Amener le mélange à température ambiante en plaçant le mélange dans une cuvette remplie de glace (en maintenant l’agitation). Jauger à 1 L.

Solution2 : Indicateur coloré, acide diphénylaminosulfonate : Dans le ballon jaugé, dissoudre 5 g de BaCl2.2H2O et 0,3 g de C24H20BaN2O6S2 dans 100 ml d’eau. Chauffer si nécessaire, sans dépasser les 100 °C.

Solution 3 : Sel de Mohr 0,4 M (à réaliser le jour de l’analyse) : Dans un ballon ou un bécher, dissoudre 156,86 g de (NH4)2Fe(SO4)2.6H2O dans environ 250 ml d’eau. Ajouter 20 ml de H2SO4 et diluer à 1 L.

Réalisation de la mesure

1. Préchauffer le bain à sec à 150 °C sans les allonges.

2. Placer la prise d’essai de sol dans une allonge à col rodé à 500 ml.

3. Ajouter, à l’aide de la pipette, 25 ml de la solution 1 (mélange oxydant au bichromate de potassium K2Cr2O7) dans les allonges (échantillon + blanc). Attention ce mélange est très dense, il adhère aux parois de la pipette jaugée. Plusieurs pipetages peuvent être nécessaires.

4. Placer les allonges dans le bain à sec et raccorder les allonges aux réfrigérants et faire chauffer doucement le tout pendant 1h (ébullition lente et modérée).

5. Après 1h, retirer les allonges et les laisser refroidir.

6. Dans chaque allonge ajouter 100 ml d’eau distillée.

7. Ajouter ensuite 5 ml de la solution 2 (indicateur coloré).

8. Titrer le dichromate restant avec la solution 3 (sel de Mohr) : l’allonge à titrer est mélangée par l’agitateur magnétique surmontée de la burette remplie par la solution 3, jusqu’à ce que la couleur change de bleu-violet à vert.

9. Lorsque l’on observe ce changement de couleur, ajouter 2,5 ml de la solution de mélange au bichromate (solution 1) dans l’allonge et reprendre la titration goutte à goutte.

Exploitation des données

Corriger la masse de la prise d’essai par l’humidité résiduelle (HR en %) calculé à l’aide du protocole D1. La masse corrigée M, de la prise d’essai initiale m, se calcule selon la formule : M (en g) = m – [(m x HR ) / 100]

1 équivalent-gramme de bichromate titre 1⁄4 d’atome de carbone, soit 3 grammes. Ainsi 1 ml de bichromate 0,4 M titre donc (3 x 0,4)/1000 gramme de carbone, soit 0.0012 g de carbone.

Le calcul de la teneur en carbone organique (Corg en %) se calcule selon la formule suivante :

Corg (en %) = [(V0 – V) x 0,12] / M

Avec, VO= volume de sol de Mohr utilisé pour la titration du blanc (ml) V = volume de sol de Mohr utilisé pour la titration de l’échantillon de sol (ml) M = masse corrigée de la prise d’essai de sol (en g)

La teneur en carbone organique est exprimée en % (ou en g / 100 g) de terre séchées à 105 °C.

Il est possible de convertir le Corg obtenue en teneur de matière organique à l’aide d’un facteur correctif (1,72). En général, on admet que la matière organique du sol contient 58 % de carbone .

MO (%) = Corg (%) x 1,72

La matière organique occupe dans le sol des rôles variés. La formation de complexe argilo- humique amplifie grandement la capacité d’adsorption et de rétention de l’eau, augmente la capacité d’échange cationique du sol et retient les nutriments assimilables par les plantes.

Le référentiel pédologique propose 4 catégories principales selon les taux de carbone organique contenu dans un horizon.

Références

Manuel de laboratoire, Le carbone organique (méthode Anne simplifiée) - Université de Neuchâtel, 2007.

Dabin, B (1970). Analyse des matières organiques dans les sol. O.R.S.T.O.M.

Baize, D. (2009). Référentiel pédologique 2008. Editions Quae.

Résumé

La méthode SituResp® évalue l'activité biologique du sol par la libération de dioxyde de carbone à partir d'un échantillon de sol frais.

Question posée

Quelle est l'intensité de la vie microbienne du sol ?

Principe

La méthode SituResp est basée sur une incubation de 24 heures d'un échantillon de sol frais avec un gel coloré sensible au pH, rempli dans une macro-cuvette de spectrophotomètre. La couleur du gel change au cours du processus d'incubation en raison de la réaction du CO2 par le bicarbonate qu'il contient. Le changement de couleur du gel peut être mesuré avec un spectrophotomètre à 570 nm.

Références

Thoumazeau, A., Gay, F., Alonso, P., Suvannang, N., Phongjinda, A., Panklang, P., Chevallier, T., Bessou, C., Brauman, A., 2017. SituResp® : Une méthode rapide et rentable pour évaluer la respiration basale du sol sur le terrain. Applied Soil Ecology 121, 223-230.

Conditions de mise en œuvre

Portez des gants en nitrile et des lunettes de sécurité pendant les étapes de laboratoire. Ajoutez des gants thermiques lorsque vous manipulez les solutions chauffées.

Matériel et fourniture

Réalisation de la mesure

a) Au laboratoire, une semaine avant l'expérience :

Préparation de la solution indicatrice (pour 1L )

• En utilisant une balance de précision, pesez 16,77 g de KCl, 0,315 g de NaHCO3 et 0,0187 g de rouge Cresol

• Mettre dans une fiole jaugée de 1L et remplir jusqu'à 1L avec de l'eau distillée

  (Utilisez cette solution immédiatement ou conservez-la au maximum 2 mois à 4°C)

Préparation du gel (pour 100 cuvettes)

• À l'aide d'une plaque chauffante munie d'un agitateur magnétique, chauffer et agiter 1,5 g d'agar purifié dans 50 ml de solution aqueuse jusqu'à ébullition complète.

  (la solution doit atteindre au moins 90°C, l'agar doit être complètement en fusion)

• Diluer la solution d'agar avec 100 ml de la solution d'indicateur et maintenir la solution à 60-65°C

• Remplissez les cuvettes en plastique du spectrophotomètre avec 1,5 ml de solution de gel à 60-65°C

• Laisser refroidir la cuvette à température ambiante pendant environ 2h sur un banc

b) Sur le terrain :

• Recueillir environ 150 g de terre à l'aide d'une truelle ou d'un cylindre d'échantillonnage du sol

• Tamiser la terre à 5 mm

• Mettre 100g de terre tamisée dans le bocal

• Faire le blanc du spectrophotomètre avec une cuvette d'eau distillée

• Lire l'absorbance (AbsT0) d'une cuvette à 570 nm

  (une fois retirée du dessiccateur, la cuvette doit être lue immédiatement)

• Après la lecture de l'AT0, protégez la surface de lecture de la cuvette avec un mouchoir en papier, du papier ou insérez-la dans un petit bocal ouvert.

• Mettez immédiatement la cuvette dans le bocal hermétique et fermez le bocal

• Conservez le bocal 24h à température ambiante.

• Après 24h, lire l'absorbance (AbsT24) de la cuvette avec le spectrophotomètre à 570 nm.

Expression des résultats

Résumé

On enfonce légèrement un cylindre dans le sol. On y verse successivement un volume constant d'eau et on mesure le temps que l'eau met à s'infiltrer. Les valeurs relevées permettent d'évaluer approximativement la perméabilité du sol (valeur approchée du coefficient de perméabilité nommé K).

Questions posées

Quelle est la perméabilité de mon sol ?

Quelle est la quantité d'eau qui peut s'infiltrer en 1 heure ?

Mon sol est il trop compact, trop imperméable

Sources

Angulo-Jaramillo, R., Bagarello, V., Di Prima, S., Gosset, A., Iovino, M., Lassabatere, L., Beerkan Estimation of Soil Transfer (BEST) across soils and scales, Journal of Hydrology (2019), doi: https:// doi.org/10.1016/j.jhydrol.2019.06.007

Lassabatère L. et al. (2009) Numerical evaluation of a analytical infiltrations equations. Water resources researche vol 45 w12415

Xu X. et al. (2009) Estimation and analysis of soil hydraulic properties through infiltration experiments : comparaison of BEST and DL fitting methods Soil use and management 25, 354-361

Parrot Elsa (2010) Apport des méthodes d'infiltrométrie à la compréhension de l'hydrodynamique de la zone non saturée des sols – mémoire Master 2

Simone Di Prima (2013) Automatic analysis of multiple Beerkan infiltration experiments for soil Hydraulic Characterization

Kanzari et al. (2016) Estimation des paramètres hydrodynamiques des sols par la méthode Beerkan Journal of sciences, Agriculture and Biotechnology

Siltecho S. et al. (2015) Use of field and laboratory methods for estimating unsaturated hydraulic properties under different land uses Hydrol. Earth Syst. Sci., 19,1193-1207, 2015

Principes

Mesure de la durée nécessaire à l’infiltration de l’eau. L'eau est introduite progressivement avec des volumes constants et faibles dans un anneau. La durée d’infiltration de chaque volume versé est chronométrée. L’introduction progressive de l’eau permet de ne pas trop influencer la mesure avec une charge d’eau trop importante et variable. Cette méthode bon marché et fiable est facile à mettre en œuvre (Siltecho S. et al. (2015)).

Matériels

• cylindre métallique de 151 mm de diamètre

• verre doseur de 250 ml

• gobelets (10 ou plus selon la durée de l'opération)

• film plastique

non fournis dans le kit Sol Eau:

• chronomètre

• jerrycan d'eau

• massette

• cale en bois

• cisaille

• carnet de note et crayon

Réalisation de la mesure

Choisir une surface si possible plane et horizontale, couper l'herbe à la cisaille sur ¼ m2, enfoncer l'anneau d'environ 1 à 2 cm de profondeur à l'aide d'un maillet et d'une cale en bois. Vérifier l’horizontalité de l’anneau. Assurez vous de l'étanchéité au bord intérieur de l'anneau et si nécessaire compactez très légèrement le sol en bordure du métal à l'aide d'une baguette ou d'un doigt.

Préparer une série de contenants (gobelets) avec un volume d’eau défini en fonction du diamètre de l’anneau de façon à ce que la lame d’eau au moment du remplissage complet corresponde à environ 1,5 cm. Soit 250 ml pour un cylindre de 15 cm de diamètre.

Ne pas réaliser la mesure sur un sol saturé ou gelé, éviter les taupinières, les grosses racines, les cailloux affleurant. Sur des sols dénudés sensibles à l'érosion placer un film plastique pour protéger la surface du sol lors du versement de l'eau (le risque est de boucher les pores avec les argiles déplacées par l'eau).

L'infiltration se fait par apports successifs de volumes constants. Une dose est versée à chaque fois que la dernière zone d’eau libre (flaque) a disparue. La mesure consiste à chronométrer le temps entre les apports successifs. Lorsque le temps entre deux apports successifs devient statistiquement constant (peu de différences sur trois mesures, moins de 5 secondes) on arrête la manipulation.

Notez les valeurs du temps et des volumes d'eau dans un tableau

Traitement des données

1- Dessiner la courbe de l'infiltration

A partir des valeurs de temps et de volume d'eau cumulé enregistrées, dessinez le graphe sur la feuille de papier millimétrée.

Placez les valeurs sur le graphe, le temps sur l'axe des abscisses (x), les volumes sur l'axe des ordonnées (y).

Il faut généralement éliminer les premières valeurs et ne garder que celles quasiment alignées sur une droite. En effet au début l'infiltration peut être très forte surtout sur des sols secs. Sur la fin de l'expérience la pente de la courbe peut diminuer, ce qui indique que le sol commence à être saturé et que sa perméabilité diminue.

Calculer la durée et les volumes infiltrés de cette portion de courbe (soustraire t2 à t1 et v2 à v1).

2- Calculer la perméabilité

Pour calculer facilement la valeur de la perméabilité utilisez le tableur téléchargeable ci dessous. Reportez les valeurs de temps et de volume dans les cellules saumon du tableur (utilisez Excel ou LibreOffice pour lire le fichier). La perméabilité (K) se calcule automatiquement en m/s et en mm/h.

Interprétation des résultats

On considère que la perméabilité est :

• très élevée pour 10^-1 > K> 10^-3 (graviers moyens à gros)

• assez élevée pour 10^-3 > K > 10^-5 (petits graviers, sables)

• faible pour 10^-5 > K > 10^-7 (sables très fins, sables limoneux)

• très faible pour 10^-7 > K > 10^-9 (limons compacts, argiles silteuses)

• pratiquement imperméable pour 10^-9 >K >10^-11 (argiles franches)

Conditions de validité

Deux ou trois mesures par station sont nécessaires. Les mesures ayant un comportement aberrant devront être écartées et remplacées. La présence par exemple d'une galerie de taupe ou de musaraigne peut influencer très largement l'infiltration, ce comportement s'observe très facilement lors du test (disparition très rapide de la colonne d'eau). Le test doit être recommencé sur une nouvelle station plus homogène.

Liens avec d’autres paramètres

Les résultats à examiner systématiquement avec les observations des sondages pédologiques.

Les résultats sont aussi à mettre en relation sur les suivis de l’activité biologique, la texture du sol, la porosité, l'historique de la parcelle ...

Résumé

Un échantillon de sol est mis au contact d'un réactif oxydant. La quantité de réactif transformé par la réaction est dosée par une méthode colorimétrique. La mesure peut se faire à proximité du champ.

Questions posées

Quelle est la quantité de carbone actif (matière organique rapidement minéralisable) présente dans l'échantillon étudié ?

Mon sol est il bien pourvu en matière organique facilement minéralisable par les micro-organismes ?

L'activité biologique de mon sol pourra-t-elle fournir des éléments nutritifs aux plantes à partir du stock de matière organique présent.

Sources

Ce protocole est celui proposé par Steve Culman (2012a) et par Biofunctool® Thoumazeau (2019). Ce protocole est adapté de celui de Weil (2003) destiné à mesurer des sols à faible teneur en carbone actif.

Attention: ce test ne serait pas bien adapté aux sols des terres sèches semi-arides (Romero 2018)

Principes

Le carbone de la matière organique est oxydé par une solution de permanganate de potassium (KMnO4). Les matières organiques oxydées de cette façon sont les matières facilement minéralisables par l’activité biochimique du sol (carbone actif) celles dont le turn over est relativement rapide (de quelques mois à quelques années). La solution a une coloration violette, dont l’intensité dépend de la teneur en carbone. Plus la solution est claire et plus l’échantillon contient du carbone actif.

Le test colorimétrique peut se pratiquer à la fois au laboratoire et sur le terrain (disposer à minima d'une table de jardin ..).

Conditions de mises en œuvre

MISE EN GARDE: le réactif utilisé, bien que dilué, est un oxydant puissant et tache les matières organiques (peau, yeux, tissus ...). Veuillez le manipuler avec beaucoup de précaution, portez gants et lunettes.

La mesure s'effectue avec un échantillon de terre sèche de 2,5 g tamisée à 2 mm.

Avant de réaliser le protocole, préparer le matériel nécessaire (cf. la liste ci dessous), dont un bécher avec au moins 20ml d'eau distillée pour chaque mesure à réaliser et la pissette remplie d'eau distillée.

Disposer d'une montre ou d'un chronomètre.

Lorsque la mesure est réalisée avec un spectrophotomètre:

Matériels et fournitures

• mini balance de précision 0,01g

• tamis avec mailles de 2 mm

• rack avec 5 cuvettes de spectrophotomètre et la charte colorée POXC

• rack avec 4 piluliers 30 ml et 4 tubes à centrifuger 50 ml pour le test POXC

• flacon de 60 ml KMnO4

• bécher de 100 ml

• seringues de 1 et 20 ml

• pipettes pasteur 3ml

• flacon de 500ml d'eau déminéralisée

• pissette de 250 ml remplie d'eau déminéralisée

• gants nitrile

• lunettes de protection

Réalisation de la mesure

• Séchez modérément l'échantillon. Idéalement il faut sécher l'échantillon 24 h à l'air, à défaut pendant 15 minutes au soleil (Weil 2003) ou sécher modérément (25°C) au sèche cheveux (Thoumazeau 2019).

• Tamiser au tamis de 2 mm.

• Peser avec la balance de poche 2,5 g de sol sec tamisé.

• Placer la terre dans le pilulier (IMAGE)

• Prélever 18 ml d'eau déminéralisée avec la seringue de 20 ml, laisser la seringue à disposition dans le bécher.

• Avec la pipette pasteur prélever 2ml de solution de KMnO4

• Placer les 2ml dans le pilulier contenant la terre

• Sans tarder (dans les 10 secondes) placer les 18 ml d'eau dans le pilulier.

• Replacer le pilulier dans le rack et attendre 10 minutes sans le bouger.

• Profiter éventuellement pour préparer un autre échantillon.

• Après 10 minutes prélever 0,5 ml de surnageant (partie supérieure du liquide dans le pilulier) avec la seringue de 1 ml. Veillez à ne pas remuer le pilulier ni à toucher son fond avec la seringue.

• Transférer les 0,5 ml dans un tube à centrifuger de 50 ml.

• Ajouter avec la pissette de l'eau déminéralisée dans le tube et compléter le niveau à 50 ml (dernière graduation avant le bouchon).

• Secouer doucement le tube pour homogénéiser la solution.

• Avec une pipette pasteur propre de 3 ml remplir une cuvette de spectrophotomètre jusqu'à 5 mm du bord environ.

• Comparez la coloration avec la charte colorée ou réalisez la lecture au spectrophotomètre pour une mesure précise.

Exploitation des données

Traitement des données

Estimation visuelle

L'estimation visuelle avec la charte colorée est très imprécise elle fourni une estimation indicative. Seule la mesure au spectrophotomètre apporte une information de qualité.

Mesures au spectrophotomètre

Mesurer l'absorbance de chaque échantillon au spectrophotomètre à 550 nm.

La courbe étalon permet de déduire la concentration de KMnO4 correspondante. La teneur en Carbone actif est donnée par l'équation suivante:

où

POXC (mg.kg-1 de sol): carbone actif du sol’’

KMnO4 (mol.L-1): concentration de la solution initiale de KMnO4 (0.02)

Cox (mg.C.mol-1): quantité de C oxydé par 1 mole de KMnO4 (9000)

VolKMnO4 (L): volume du réactif (solution de KMnO4) (0.02)

Msoil (kg): la masse du sol (0.0025)

α: pente de la courbe étalon

β: interception de la courbe étalon

Abs: absorbance lue

Utiliser le tableur pour faciliter l'expression des résultats.

Interprétation des données

Références

• Steve Culman, Mark Freeman, Sieglinde Snapp (2012a) Procedure for the Determination of Permanganate Oxidizable Carbon - Kellogg Biological Station, Michigan State University, Hickory Corners, MI, 49060

• Culman, S.W., Snapp, S.S., Freeman, M.A., Schipanski, M.E., Beniston, J., Lal, R., Drinkwater, L.E., Franzluebbers, A.J., Glover, J.D., Grandy, A.S., Lee, J., Six, J., Maul, J.E., Mirksy, S.B., Spargo, J.T., Wander, M.M., (2012b). Permanganate Oxidizable Carbon Reflects a Processed Soil Fraction that is Sensitive to Management. Soil Science Society of America Journal 76, 494–504.

• Alexis Thoumazeau, Cécile Bessou, Marie-Sophie Renevier, Jean Trap, Raphaël Marichal, Louis Mareschal, Thibaud Decaëns, Nicolas Bottinelli, Benoît Jaillard, Tiphaine Chevallier, Nopmanee Suvannang, Kannika Sajjaphan, Philippe Thaler, Frédéric Gay, Alain Brauman (2019) - Biofunctool®: a new framework to assess the impact of land management on soil quality. Part A: concept and validation of the set of indicators. Ecological Indicators 97 (2019) 100–110

• Weil, R.R., Islam, I.R., Stine, M.A., Gruver, J.B., Samson-liebig, S.E., 2003. Estimating active carbon for soil quality assessment: a simplified method for laboratory and field use. American Journal of Alternative Agriculture 3–17.

• Carlos M. Romero, Richard E. Engel, Juliana D’Andrilli, Chengci Chen, Catherine Zabinski, Perry R. Miller, Roseann Wallander (2018). Patterns of change in permanganate oxidizable soil organic matter from semiarid drylands reflected by absorbance spectroscopy and Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry- Organic Geochemistry 120 (2018) 19–30

• Giulia Bongiornoa, Else K. Bünemann, Chidinm U. Oguejiofor, Jennifer Meier, Gerrit Gort, Rob Comans, Paul Mäder, Lijbert Brussaard, Ron de Goede (avril 2019) Sensitivity of labile carbon fractions to tillage and organic matter management and their potential as comprehensive soil quality indicators across pedoclimatic conditions in Europe - Ecological Indicators 99 (2019) 38-50

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crédit: © Jacques THOMAS - SCOP SAGNE 2019 - 2023

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La licence ne s'applique pas pour les éléments appartenant au domaine public.

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Matériel nécessaire:

• seau ou/et cuvette

• tarière hélicoïdale (5 à 7 cm de diamètre) ou bêche

• sachet plastique et lien

• marqueur indélébile

Se procurer une tarière ici par exemple.

Procédure:

Sur un espace d'environ 1000 m2 jugé homogène et représentatif de la parcelle, réaliser au moins une quinzaine de prélèvements. Localiser les prélèvements sur une ou sur les diagonales, faire un prélèvement environ tous les 4 m pour des espaces de 50 x 20 m ou 33 x 33 m .

Prélever à chaque fois environ 200 g de terre entre 0 et 15/20 cm (soit la carotte d'une tarière de 5 cm de diamètre).

Bien mélanger les prélèvements dans un seau ou dans la cuvette du kit sol eau. Éliminer les cailloux, les éléments grossiers, les grosses mottes, et les débris végétaux.

L'examen d'un profil de sol peut se faire facilement avec une bêche (à 25/35 cm de profondeur), complété éventuellement avec une tarière ou en creusant une fosse plus profonde avec une pelle mécanique (au moins 80 cm de profondeur). Le principe est d'observer sur l'une des faces différents paramètres permettant de décrire la structure du sol et son état de santé.

Quelques principes à respecter :

• s'écarter des lisières, des zones compactées par le passage d'engins, des chemins, des bords de ruisseaux ...

• positionner la fosse en fonction de l'ensoleillement, ou perpendiculairement au semis pour observer l'enracinement ou encore perpendiculairement au sens de travail du sol pour l'examen d'un profil cultural

• ne placer les déblais que d'un seul côté sans mélanger la terre arable avec celle du sous-sol

• accéder à la fosse depuis une seule face pour ne pas modifier la face observée

• éviter l'observation de sol trop secs ou saturés en eau

Matériel :

• bêche avec un long fer si possible

• tarière éventuellement

• couteau solide

• mètre

• compte goutte d'HCl à 10% (kit Sol Eau)

• bâche (de couleur claire si possible)

Et encore pour aller plus loin :

• goulottes en PVC pour placer les échantillons extraits à la tarière

• charte de couleur Munsell

• double mètre ruban AFES

• vaporisateur d'eau

• réactifs pour identifier les concrétions ferro-manganiques et le fer ferreux

• pH mètre ou papier pH avec fiole d'eau déminéralisée

• cuvette et sachets pour les prélèvements loupe

Comment réaliser le test VESS (Visual Evaluation of Soil Structure) ?

• Creuser une pré-tranchée (pour pouvoir extraire ensuite sans le compacter un bloc de sol à observer).

• Pré-découper les 3 côtés du bloc à extraire (bloc de 25 à 35 cm de hauteur)

• Extraire délicatement le bloc avec la bèche, le poser sur la bâche

Éléments à observer

• description de la station (topographie, exposition, pente, antécédents culturaux , culture en place ...)

• description de l'état de surface (éléments grossiers, résidus de récolte, croûte de battance, érosion, turricules, mouillères ...)

• identification de différents horizons (couches pédologiques) selon les éléments suivants :

  • texture

  • présence d'éléments grossiers

  • structure

  • compacité

  • humidité

  • couleur

  • matière organique

  • galeries

  • racines

  • hydromorphie

Une clé visuelle permet de qualifier et décrire chaque horizon :

Appréciation de la texture

Il faut prendre un peu de sol de l'horizon de son choix dans les main puis y verser de l'eau dessus. Ensuite, il faut le malaxer et essayer de former un boudin, puis un anneau.

Références

• Baize, D., & Jabiol, B. (2011). Guide pour la description des sols. Editions Quae.

• Baize, D. (2009). Référentiel pédologique 2008. Editions Quae. Book, M. S. C. (1992).

• The Munsell soil colour book. Colour charts. Munsell Colour Company Inc., MD, 2128.

• Delaunois, A., Ferrie, Y., Bouche, M., Colin, C., & Rionde, C. (2013). Guide pour la description et l’évaluation de la fertilité des sols. Chambre d'agriculture du Tarn.

• Ball B. C., Batey T., & Munkholm L. J. 2007. Field assessment of soil structural quality–a development of the Peerlkamp test. Soil use and Management, 23(4), 329-337.

• Pulido Moncada M., Gabriels G., Lobo D., Rey J.C., Cornelis W., 2014. Visual field assessment of soil structural quality in tropical soils, Soil & Tillage Research 139 (2014) 8–18.

• Baize D., Boivin P., Boizard H., Füllemann F., Gondret K., Johannes A., Lamy F., Leopizzi S., 2018. Evaluation Visuelle de la Structure des horizons de surface des sols cultivés.

• Piron D., Pérès G., Hallaire V., & Cluzeau D. (2012). Morphological description of soil structure patterns produced by earthworm bioturbation at the profile scale. European journal of soil biology, 50, 83-90.

• R. M. L. Guimaraes, B.C.Ball & C.A.Tormen. (2011). Improvements in the visual evaluation of soil structure - doi: 10.1111/j.1475-2743.2011.00354.x

Quelques lectures

Le guide pour la description et l'évaluation de la fertilité des sols destiné aux agriculteurs et aux agronomes par Antoine DELAUNOIS Chambre d'Agriculture du Tarn - 2013

C'est un document didactique complet et bien illustré qui est adapté aux sols d'Occitanie. D'un accès facile (pas de jargon techniques), il permet de faire des observations structurées pour décrire les principaux paramètres physiques du sol.

Guide méthodologique du test bêche Structure et Action des vers de terre - programme Sol D'Phy région Hauts de France 2018

Document didactique qui permet de diagnostiquer rapidement l'état structural des sols en prenant en compte les traces d'activité des vers de terre.

Principe

L’échantillon de sol est placé dans une enceinte hermétique contenant un pilulier de soude puis il est mis à incuber. La soude réagit avec le CO2 pour former des ions carbonates, que l’on fait précipiter par l’ajout de chlorure de baryum. L’excès de soude, qui n’a pas réagit avec le CO2, est dosé par un dosage acide-base.

Les réactions chimiques

Le CO2 piégé par la soude est présent dans la solution sous forme de carbonate de sodium (Na2CO3) solubilisé :

L'ajout de chlorure de baryum (BaCl2) permet de faire précipiter les ions carbonates en carbonates de baryum (BaCO3) :

La soude qui n'a pas réagit est amenée à pH 8,3 par addition d'HCl en présence de phénolphtaléine :

A pH 8,3 un virage coloré s'opère, la solution passe du rose au transparent.

Conditions de mise en œuvre

La mesure s'effectue de manière ponctuelle, lorsque l'humidité du sol correspond à la capacité au champ, par exemple après une forte pluie. Le début du printemps est une période favorable à la réalisation de cette mesure.

Matériel et fournitures

Réalisation du protocole

Mise en incubation

1) Prélever 50 g de sol préalablement séché à l'air libre et tamisé à 2 mm et déposer dans un récipient hermétique.

2) Pour ajuster la teneur en eau du sol à 25 % mouiller le sol en ajoutant 12.5ml d'eau déminéralisée. Homogénéiser jusqu'à ce que tout le sol soit mouillé.

3) Déposer un pilulier au centre de l’échantillon et ajouter 15 mL de soude 1 M.

4) Fermer le récipient et mettre à incuber à 28C pendant 3 jours.

5) Pour le blanc déposer un pilulier avec 15 ml de soude à 1 M dans un récipient vide. Fermer le récipient et mettre à incuber avec le/s échantillon/s

Titration

6) Dans un cristallisoir ajouter 1 mL de la solution de soude contenue dans le pilulier de chaque échantillon ou du blanc

7) Ensuite ajouter 2 ml chlorure de baryum à 20 % et 3 à 4 gouttes de phénolphtaléine;

8) Titrer avec l'acide chlorhydrique à 0,05 M en ajoutant goutte à goutte jusqu'à ce que la solution change de couleur, en passant du rose au blanc. Pendant la titration homogénéiser la solution à l'aide d'un agitateur magnétique

9) Noter le volume d'acide utilisé pour chaque cristallisoir.

Facteur de correction des solutions

Pour chaque pair de solutions NaOH/HCl il faut vérifier si la relation est 20:1 (20 ml HCl 0.05M pour chaque 1 ml de NaOH 1M).

1) Dans un cristallisoir ajouter 1 mL de la solution de NaOH 1M.

2) Ajouter 3 à 4 gouttes de phénolphtaléine.

3) Titrer avec l'acide chlorhydrique à 0,05 M en ajoutant goutte à goutte jusqu'à ce que la solution change de couleur, en passant du rose au blanc. Pendant la titration homogénéiser la solution à l'aide d'un agitateur magnétique.

4) Noter le volume d'acide utilisé (Vcorrection).

Exploitation des données

Calcul du facteur de correction

Facteur de correction: 20 ml / Vcorrection

Pour chaque volume de HCl obtenu dans les titrations des echantillons et du blanc il faut le multiplier para le facteur de correction avant de les mettre sur la formule.

Calcul du taux de respiration

Interprétation des données

La respiration est une mesure de l’activité métabolique de la communauté microbienne du sol.

Plus le sol respire, plus les organismes sont actifs en métabolisant la matière organique facilement assimilable (carbone actif) et les éléments minéraux. Une forte teneur en CO2 est signe d’un sol en bonne santé.

Si le sol ne respire pas ou très peu, soit il présente un réel manque de vie microbienne, soit la teneur en éléments assimilables n’est pas suffisante et devient alors un facteur limitant l’activité microbienne.

Ce test mesure une activité potentielle, c'est à dire celle pouvant s'exprimer dans de bonnes conditions (ici avec une température optimale en ambiance humide). La teneur en CO2 peut être assimilée au taux de minéralisation de la matière organique du sol.

Références

Hurisso TT et al (2016). Comparison of Permanganate-Oxidizable Carbon and Mineralizable Carbon for Assessment of Organic Matter Stabilization and Mineralization. Soil Sci. Soc. Am. J. 80:1352–1364.

Annabi, M., Bahri, H., & Latiri, K. (2009). Statut organique et respiration microbienne des sols du nord de la Tunisie. Base.

Bernard Barthès, Rapport final 2012. Indicateurs spectraux de la qualité biologique des sols.

Wang, W. J., Dalal, R. C., Moody, P. W., & Smith, C. J. (2003). Relationships of soil respiration to microbial biomass, substrate availability and clay content. Soil Biology and Biochemistry, 35(2), 273-284.

L’invention comporte l’appareil de mesure : « respiromètre » et la chambre d’incubation, les deux éléments sont découplés. Il est ainsi possible de réaliser plusieurs incubations d’échantillons de sol dans différentes chambres, et de lire l’ensemble au moyen d’un appareil unique.

L’instrument fonctionne autour d’un capteur CO2 proche infra-rouge (Sensirion SCD30), permettant des mesures fiables à faible coût. Les chambres d’incubation sont adaptées de verrines du commerce au moyen d’une pièce imprimé en 3D.

Résumé

La quantité et les types de lombriciens peuvent être déterminés avec cette méthode. Elle est à favoriser si vous souhaitez aussi faire un examen de la structure de votre sol.

Questions posées

Quelles est la quantité de lombriciens dans mon sol ? Quelle est la structure de mon sol ?

Principe

Le test bêche consiste à extraire à l'aide d'une bêche 6 blocs de sol. De ces blocs seront comptés, mesurés et identifiés les individus selon leur groupe fonctionnel de vers de terre (épigés, anéciques, endogés). La structure du sol est également déterminée lors de ce protocole, mais n'est pas obligatoire. Cette analyse est faite principalement avec une observation de porosité des blocs et sous-blocs de sol.

Condition de mise en œuvre

Quand ? Idéalement ce test est réalisé de janvier à avril lors de la période maximale d'activité des vers de terre. Le test doit se faire avant tout travail du sol ou alors quelques semaines après le travail du sol (labour, fertilisation, ...).

Comment doit-être mon sol ? Le sol doit être humide. Il ne doit pas être engorgé ou gelé, trop chaud ou trop sec (inférieur à 12°C). Le sol doit être peu ou pas caillouteux, assez profond, permettant d'enfoncer la bêche de 25cm.

Le test est-il long ? Il faut compter 30 à 45 minutes par bloc si la structure est aussi déterminée durant ce test bêche. Pour 6 blocs, il faut donc compter environ 3-4h.

Matériel et fournitures

• Bêche plate

• 6 piquets/bâtons

• 6 Seaux ou bacs plastiques (qui contiendront les blocs de terre)

• 6 boîtes/récipients (qui contiendront les vers)

• 3 L d'eau

• Pince à épiler plate

• Gants (facultatif)

• Mètre enrouleur (ou une règle)

• Essuie tout

• Crayon à papier

• (Si souhaité : appareil photo et pièce de 1€ pour prendre quelques photos)

Réalisation de la mesure

Disposition des blocs de sol

La disposition des 6 blocs de sol à prélever va dépendre de la configuration de la parcelle. La figure ci-dessous illustre la manière dont les blocs doivent être disposés selon votre cas.

Une fois les dispositions choisies, mettre un piquet ou un bâton au niveau de chaque zone de prélèvement de sol afin de ne pas les piétiner. Disposer à côté de chaque zone le bac ou seau qui contiendra le bloc et le récipient rempli d'eau qui contiendra des vers.

Extraction des blocs de sol

Les 6 prélèvements par bêche doivent être rapide afin de ne pas faire fuir les vers de terre sous l'action des ondes provoquées dans le sol.

1. Prélever un bloc de terre de 20 x 20 cm (taille de la bêche) sur une profondeur de 25 cm. Si besoin se mettre un repère sur la bêche pour la profondeur.

2. Déposer le bloc de sol dans le bac ou seau

3. Veillez à bien récupérer tous les vers de terre présents dans le blocs, ainsi que ceux encore dans le trou formé par le prélèvement.

Pour l'examen de la structure du sol (facultatif)

1. Notez les observation en surface autour du bloc : % de recouvrement (terre à nue, cailloux, plantes, résidus de culture,...)

2. Notez le nombre d'horizons présents sur le bloc principal ou sur les petits blocs réunis (cela peut varier selon le travail du sol). Notez leur profondeur.

3. Si un seul bloc : notez le nombre de fissures visibles. Si plusieurs blocs disloqués : noter le nombre de sous-blocs

4. Fractionnez le ou les bloc(s) avec vos mains pour obtenir des mottes d'environ 3 à 5 cm de diamètre

5. Observez et estimez le % de terre fine produite (qui ne tient pas en motte) par rapport au volume total de terre prélevé (20 x 20 x 25 cm)

6. Estimez le type de motte - -> les mottes qui ont une surface lisse et n’ont pas de porosité visible à l’oeil = DELTA - -> les mottes qui ont une surface lisse et ont quelques porosités visibles à l’oeil (traces de vers de terre, racines,...) = DELTA0 - -> les mottes ont une surface rugueuse/grumeleuse et une porosité importante = GAMMA

7. Notez le % de chaque type de motte de votre bac/seau

Pour l'identification des groupes fonctionnels de vers de terre

Les interprétations

• Les mottes de type DELTA indiquent un sol qui est compacté, peu explorable par les racines et qui sera vite engorgé.

• Les mottes DELTA0 indiquent un sol qui est moins compacté, aéré par des activités biologiques, zones explorables par les racines et d'infiltration de l'eau.

• Les mottes GAMMA indiquent un sol qui est aéré, mieux explorable par les racines et qui infiltre mieux l’eau.

• Un nombre élevé de fissures indique une structure plutôt aérée.

• Un nombre élevé de vers de terre indique un sol qui est aéré, fertile et qui infiltre mieux l’eau.

Les types de mottes, le nombre de fissures et la quantité de vers de terre aident à évaluer l'évolution de la santé de son sol selon les cultures, les évènements climatiques, les expérimentations, les passages d'engins,...

Références

Résumé

La mesure de la perte au feu consiste en la calcination de la matière organique qui se dégage sous forme de gaz carbonique (CO2) et la mesure de la perte de masse par pesée. Cette analyse permet de connaitre la quantité de carbone organique présente dans le sol.

Question posée

Quel est le teneur de carbone organique dans mon sol ?

Principe

Pendant la calcination des échantillons à 600°C la matière organique est détruite et le carbone organique est dégagé sous forme de CO2. La perdre de poids correspond à la matière organique totale.

Étant donné que le % d'argile du sol a un effet sur le niveau de calcination il faut connaître cet valeur pour faire la correction nécessaire.

Conditions de mise en œuvre

Traitement d'échantillons prélevés sur site en éliminant les racines vivantes pour les horizons de surface.

Matériel et fournitures

Réalisation du protocole

1) Sécher un échantillon de sol à l’air libre.

2) Passer par un tamis de 2mm.

3) Sécher un creuset en porcelaine à l'étuve pendant 2h à 105°C.

3) Laisser refroidir le creuset dans le dessiccateur.

4) Peser le creuset sec dans la balance de précision et noter son poids (Pc).

5) Ajouter dans le creuset une prise d`essai d’échantillon d'environ 5g. Ne pas dépasser les ¾ de la contenance du creuset.

6) Déposer le creuset dans l’étuve et sécher l’échantillon à 105°C pendant 17 heures.

7) Laisser refroidir le creuset dans le dessiccateur.

8) Peser le creuset sec dans la balance de précision et noter sa masse (Pc+e initial).

9) Déposer le creuset dans le four.

10) Monter à 350°C et compter 1 heure de chauffage dès que la température est atteinte.

11) Monter à 450°C et compter 1 heure de chauffage dès que la température est atteinte.

12) Monter à 600°C et compter 2 heures de chauffage dès que la température est atteinte

13) Laisser refroidir jusqu’à 100°C environ dans le four et finir le refroidissement dans le dessiccateur

14) Peser le creuset et noter le poids(Pc+e final)

Exploitation des données

Estimation de la perte au feu ou loss on ingnition (LOI)

LOI en %

Pc = poids du creuset vide et sec à 105°C

Pc+e initial = poids du creuset + échantillon après séchage à 105°C

Pc+e final = poids du creuset + échantillon après calcination

Calcul de matière organique par correction par % argile selon équation de Jensen et al (2018)

Carbone organique du sol (COS)

avec COS, LOI et argile en %

Matière organique du sol (MOS)

avec MOS et COS en %

Références

· Allen (1974). La perte au feu ; Manuel de laboratoire (fiche 6), Univ. NEUCHATEL, 4p

· Baize Denis (2018). Guide des analyses en pédologie 3e édition revue et augmentée. Versailles: editions Quae, p. 71-74

. Jensen et al (2018).Converting loss-on-ignition to organic carbon content in arable topsoil: pitfalls qnd proposed prodecure. European Journal of Soil Science. Vol69, Issue4, July 2018, p. 604-612

. Apesteguia et al (2018). Methods assessment for organic and inorganic carbon quantification in calcareous soils of the Mediterranean region. Geoderma Regional 12 (2018) 39-48

Résumé

L'activité biologique du sol est estimée par le biais de l'étude de la dégradation de la litière forestière. Un sachet rempli de litière forestière appelé litter bag est installé à la surface du sol et recouvert de litière. Sa masse est pesée avant et après les 10 jours de pose. La différence renseigne sur la vitesse de dégradation de la litière et donc sur l'activité biologique du sol.

Questions

Est-ce que le sol contient des organismes qui dégradent la matière organique ? Quelle est l’intensité de l’activité biologique du sol ?

Source

Mathieu Santonja, Catherine Fernandez, Magali Proffit, Charles Gers, Thierry Gauquelin, et al.. Plant litter mixture partly mitigates the negative effects of extended drought on soil biota and litter decomposition in a Mediterranean oak forest. Journal of Ecology, Wiley, 2017, 105 (3), pp.801-815.

Principe

Une quantité définie de litière forestière est mise dans un sachet à petite maille. Celui-ci est scellé, posé à la surface du sol, puis recouvert de litière. 10 jours plus tard le sachet est récupéré. Le contenu du sachet est pesé. La différence de masse avant/après permet d’estimer le taux de dégradation de la litière qui est un indicateur de l’activité biologique du sol.

Condition

Test à réaliser au printemps.

Matériel

• sachet 10x10 cm

• balance

• rubalise

• gants

Réalisation de la mesure

Mise en place

1. Sur le terrain, remplir le sachet avec des feuilles de litière fraiche, environ 10g (noter la masse précise). Manipuler les feuilles et le sachet avec des gants pour éviter de laisser une odeur.

2. Sceller le sachet (bolduc) et y accrocher de la rubalise.

3. Déposer le sachet à la surface du sol et le recouvrir de litière. Laisser dépasser la rubalise pour retrouver le sachet après 10 jours de pose.

Au bout de 10 jours, récupérer le sachet et le conserver dans un sac plastique jusqu'au moment des observations.

Réalisation des observations

1. Ouvrir le sachet pour récupérer les feuilles.

2. Peser les feuilles pour connaitre la masse de litière qui a été dégradée.

Traitement des données

Interprétation

Résumé

La méthode de Baermann permet d'extraire la microfaune d'un sol afin de réaliser une analyse des populations de nématodes et d'enchytréides.

Question posée

Quelle est la population de nématodes de mon sol ? Ai-je trop de nématodes phytophages ? Ai-je un bon équilibre des populations de nématodes dans mon sol ?

Source

J. Trap, 2020. Les nématodes des sols. Webinaire 4 juin 2020, AFES. Chargé de recherche IRD, UMR Eco&Sol, Montpellier.

Principe

Une nouvelle méthode d'extraction de nématodes et autres organismes appartenant à la microfaune est proposée par un certain monsieur Baermann en 1917. Un échantillon de sol est mis en suspension dans de l'eau, les nématodes passent à travers un filtre et se trouvent dans l'eau. Un entonnoir à embout fermé puis ouvert permet de récupérer cette eau pour analyser par la suite les individus se trouvant dedans.

Condition de mise en œuvre

Quand ? Il est idéal de prendre un échantillon entre mars et juin, sur un sol qui n'est pas gelé, pas détrempé, ni trop chaud ni trop sec. L'analyse au laboratoire doit suivre le prélèvement car les individus doivent être vivants.

Où ? L'échantillon de sol frais (pas plus d'une semaine) doit être mis en suspension et analysé au laboratoire.

Matériel

Matériel terrain (pour un échantillon)

• Un bocal ou sachet congélation (pour contenir l'échantillon de sol)

• Une petite pelle

• Un feutre permanent

Matériel laboratoire

• Entonnoir

• Tamis d'un diamètre légèrement inférieur au diamètre de l'entonnoir (doit se poser à l'intérieur)

• Tissu filtrant (filtre à thé, tissu mousseline, voile)

• Potence (doit tenir l'entonnoir)

• Tuyau souple pouvant s'insérer autour de l'entonnoir

• Clamp

• Bocal

• Eau tiède

• Lames

• Lamelles

• Microscope

• Pipette

Réalisation du protocole

Prélèvement de l'échantillon

Dans un bocal, un sachet congélation ou autre (selon le lieu de l'analyse et si l'échantillon doit être envoyé ou non par colissimo), prélevez 500g du sol que vous souhaitez analyser.

Au laboratoire

1. Placez sur la potence l'entonnoir raccordé au tuyau souple, fermé par le clamp (faites un test à blanc en remplissant d'eau le système, le tout doit être bien étanche)

2. Placez le bocal dessous

3. Enlevez l'eau d'essai et videz le bocal

4. Si le tout est étanche, prélevez une partie de votre échantillon de terre (frais, pas plus d'une semaine)

5. Placez le sur le filtre tissu ou filtre à thé (la maille ne doit pas excéder 500 µm = 0,5 mm)

6. Placez l'échantillon et le tissu sur le tamis et posez le tout dans l'entonnoir

7. Ajoutez de l'eau tiède jusqu'à ce que la terre soit en contact avec (ne pas l'immerger complètement)

8. Vérifiez que le tout soit étanche.

Après la pause, ouvrez le clamp. Montez entre lame et lamelle l'eau dans le bocal à l'aide d'une pipette et observez les individus au microscope. N'hésitez pas à réaliser plusieurs lames pour avoir vu le maximum d'individus. Observez les appareils buccaux des nématodes, distinguez-les selon leur régime alimentaire et comptez les individus selon la clés d'identification.

Pour identifier les individus

Pour l'identification des individus piégés, voir l'onglet : Identification de la faune du sol > Les nématodes

Interprétation des données

Les populations de nématodes sont de très bons indicateurs de la santé du sol et de la culture associée à ce dernier. Certaines nématodes sont phytophages, elles vont donc s'attaquer probablement à la culture. Certaines sont au contraire carnivores ou omnivores et peuvent s'avérer de véritables alliés afin de combattre les autres ravageurs de cultures.

Références

Vidéo Youtube du montage : https://www.youtube.com/watch?v=Fx5bvCy46cc

En savoir plus sur les nématodes : https://vimeo.com/425945028

Pour aller plus loin dans le monde des nématodes : https://nematode.unl.edu/index.html

Résumé

On mesure sur le terrain la respiration des organismes et des racines présents dans le sol par le dosage du CO2 libéré dans une enceinte hermétique placée à la surface du sol.

Source

Soil Quality Test Kit Guide - USDA, july 2001.

Principe

Sur une surface de sol donné l’air libéré transite dans un tube réactif Dräger. Ce tube réactif au CO2 permet de mesurer manuellement le gaz identifié. Il s’utilise pour des mesures ponctuelles. Le teneur en gaz va provoquer un virage de couleur que l’on va lire sur le tube.

Il a été montré par Parkin et al. (1996) que l’activité biologique augmente par un facteur de 2 pour une augmentation de la température de 10°C. Il a également été montré (Parkin et al., 1996) que l’activité microbienne est maximale lorsque 60 % des pores du sol sont remplis d’eau. Ainsi afin de standardiser la respiration du sol (% CO2) ces valeurs seront prises en considération dans le traitement des données.

Condition de mise en œuvre

Lorsque l’humidité du sol correspond à la capacité au champ. Après une forte pluie. Le début du printemps semble favorable. Les températures doivent être comprises entre 5 et 35 °C. Réaliser entre les deux mesures le test d’infiltration (attendre 6h après avoir réalisé le test d’infiltration pour réaliser la seconde mesure).

Matériel et fourniture

Réalisation du protocole

1. Choisir une surface d’étude relativement plate et couper l’herbe à ras.

2. Enfoncer le tube entre 7 et 8 cm. La hauteur à enfoncer dans le sol est marquée au préalable sur le tube. A l’intérieur du tube en place, mesurer 4 hauteurs entre la surface du sol et le haut du tube. Retenir la moyenne pour calculer le volume d’air étudié.

3. Positionner le bouchon sur le tube et attendre 30 minutes.

4. Pendant ce temps placer le thermomètre dans le sol à 2,5 cm de profondeur, soit à proximité soit dans le tube au travers du troisième trou (si présent). Connecter la seringue à l’aiguille par le tube plastique dans lequel le tube Dräger est positionné (attention la partie étroite du tube doit être éloignée de l'aiguille).

5. Après 30 minutes, au niveau des caoutchoucs situés sur le couvercle, insérer l’aiguille connectée à la seringue ainsi qu’une seconde aiguille qui va permettre la circulation de l’air.

6. Prélever, à l’aide de la seringue, 100 ml d’air pendant 15 s.

7. Lire la température du sol et le résultat affiché sur le tube Dräger (% CO2).

   Le nombre de prélèvement est déterminé en fonction de l’indice noté sur le tube. Si n = 1 réaliser un seul prélèvement et si n = 5 réaliser 5 prélèvements en déconnectant entre chaque mesure la seringue du dispositif pour vider l’air.

Exploitation des données

Respiration du sol (g CO2-C/m2/jour) = [ TF x (% CO2 - 0.035) x 22,91 x H ] / 11,2

Avec : % CO2 = mesure lue sur le tube dräger TF = (température du sol (°C) + 273) / 273

H = hauteur moyenne à l’intérieur du tube (cm)

Les différences de température et de la teneur en eau des sols doivent être prises en compte afin de pouvoir les comparer.

→Pour standardiser la température du sol à 25°C, le taux de respiration du sol est multiplié par :

• 2 ^[(25-T)/10] pour des sols aux températures comprises entre 15 et 35 °C :

• 4 ^[(25-T)/10] pour des sols aux températures comprises entre 0 et 15 °C :

  L’activité microbienne est maximale lorsque 60 % des pores du sol sont remplis d’eau. Une standardisation de la teneur en eau est faite pour cette valeur.

  →D’après les données issues des protocoles M1 et PC2, on calcule l’espace poreux remplie d’eau (EP) en %, selon la formule : EP (%) = (W x da) / [ 1 – (da / 2,65) ]

  Avec W = la teneur en eau, en % da = la porosité apparente, en g/cm3 2,65 = densités moyenne des particules

30 % < EP < 60 % : Respiration du sol60 = taux de respiration x (60 / %EP mesuré)

60 % < EP < 80 % : Respiration du sol60 = taux de respiration / [ (80 - %EP mesuré) x 0,03] + 0,4

EP > 80 % : la respiration est restreinte par les conditions d’humidité du milieu, elle ne doit pas être mesurée.

Comparer les valeurs obtenues entre chaque site. Plus la concentration est importante plus l’activité biologique du sol est importante. Le tableau suivant permet de définir, par rapport à la mesure de CO2 calculée, l’activité du sol ainsi que la teneur en matière organique disponible.

Références

Soil Quality Test Kit Guide - USDA, july 2001.

Parkin, T. B., Doran, J. W., Franco-Vizcaino, E., & Jones, A. J. (1996). Field and laboratory tests of soil respiration. Methods for assessing soil quality., 231-245.

Voir aussi la méthode SOLVITA.

Résumé

Les lombriciens présents dans le sol sont étudiés à l'aide d'une méthode utilisant de la moutarde. La quantité et les groupes trouvés nous renseignent sur la fertilité du sol ainsi que sur d'autres caractéristiques générales comme son tassement, sa capacité à retenir l'eau, l'impact d'une pratique, etc.

Question

Est ce que mon sol contient beaucoup de lombriciens ? A quoi ressemblent les lombriciens présents dans mon sol ?

Source

https://ecobiosoil.univ-rennes1.fr/page/protocole-participatif-moutarde

Principe

Les vers de terre sont attirés à la surface du sol à l'aide d'un agent irritant. Ils sont divisés en 3 groupes fonctionnels : les épigés, les endogés et les anéciques. Les individus de chaque groupe sont comptés, mesurés et pesés.

Conditions de mise en œuvre

La mesure peut s'effectuer dès le mois de janvier et jusqu'à la mi-mars voire avril. Idéalement, la température doit être comprise entre 6 et 10°C. Le sol ne doit pas être gelé ni saturé en eau. De préférence le matin.

Matériel et fournitures

• paire de cisailles

• mètre ruban

• 4 piquets

• ficelle

• seau de 10 L minimum

• arrosoir de 10 L minimum

• rampe d'arrosage

• agitateur (bout de bois)

• cuvette rectangulaire avec de l'eau

• pince souple et plate

• balance analytique

• essui tout

• crayon

• thermomètre (sol et atmosphère)

• 20 L d'eau minimum

• 600 g de moutarde AMORA fine et forte

Réalisation de la mesure

Mise en place de l'appareillage pour une station

1. Choisir une surface homogène, plane, non tassée (hors passage de roues) et représentative de la parcelle.

2. Relier les 4 piquets par la ficelle de manière à délimiter une surface d'étude de 1 m2.

3. Si besoin, faucher la végétation de la surface d'étude et 10 cm autour pour avoir une meilleure visibilité.

4. Dans le seau, diluer 300 g de moutarde dans 10 L d'eau.

5. Transvaser la solution de moutarde dans l'arrosoir.

Une deuxième solution devra être préparée (étapes 4 et 5) pour effectuer un deuxième arrosage lors de la réalisation des observations.

Réalisation des observations

1. Arroser de façon homogène la surface d'étude et ses pourtours à l'aide d'une rampe d'arrosage fixée sur l'arrosoir.

2. Récolter dans la zone délimitée les vers de terre à la surface du sol. Pour ne pas les blesser, attendre qu'ils soient complètement sortis de leur galerie pour les récolter.

3. Les placer dans la cuvette remplie d'eau pour les rincer et éviter leur mort.

4. Au bout d'un quart d'heure, effectuer le deuxième arrosage. Si les vers de terre continuent de sortir, retarder le deuxième arrosage et récolter.

5. Récolter les vers de terre et placer les dans la cuvette comme précédemment.

6. Se munir du tableau à remplir de la clé de détermination, de la balance, du mètre ruban et d'un crayon.

7. Identifier les vers de terre selon 3 groupes : épigés, endogés et anéciques, noter le nombre d'individus de chaque groupe.

8. Essuyer les vers (les mettre entre deux feuilles)

9. Peser et mesurer les vers, reporter dans le tableau.

10. Réaliser les étapes 8 et 9 pour chaque groupe.

11. Replacer les vers de terre à la surface du sol, à 2 m de la surface d'étude.

Interprétation

Les vers de terre brassent une grande quantité de matière organique. Ils jouent un rôle majeur dans la structure et la porosité du sol. Un sol riche en vers de terre est plus fertile et a une plus grande capacité de stockage de l'eau.

Résumé

Une étoffe en coton biologique est enfouie dans le sol. Après une période suffisamment longue (≈ 4 mois) l’étoffe est extraite et pesée. Plus la perte de poids est importante plus l’activité biologique du sol est forte.

Questions posées

Est-ce que le sol contient des organismes qui dégradent la matière organique ?

Quelle est l'intensité de l'activité biologique du sol ?

Sources

Dinter, A., Coulson, M., Heimbach, F., Keppler, J., Krieg, W., & Kölzer, U. (2008). Technical experiences made with the litter bag test as required for the risk assessment of plant protection products in soil. Journal of Soils and Sediments, 8(5), 333-339.

Principes

Enfouir dans le sol entre 10 et 15 cm de profondeur un sachet en nylon à grosses mailles (2 mm) contenant une étoffe en coton biologique. Après une longue période on retire le sachet, on le lave afin d’éliminer les débris puis on le sèche. La perte de masse correspond à la matière dégradée par les organismes. Le volume perdu reflète l’activité du sol.

Matériel

Réalisation du protocole

Préparation du matériel

Installation du matériel sur le terrain

1. Sur le terrain réaliser un trou dont la largeur est supérieure au sachet en nylon. Attention: le sol doit être soigneusement conservé pour être replacé ensuite dans le même ordre. Observer le profil pédologique pour connaître les profondeurs de l’horizon organo-minéral et de l’horizon minéral qui lui succède. Le sachet doit être placé à la base de l'horizon organo-minéral (10/15 cm environ).

2. Déposer le sachet en nylon contenant l’étoffe horizontalement au niveau souhaité. Reboucher le trou en replaçant soigneusement la terre. Prendre soin de faire dépasser la ficelle du sol (enroulée de rubalise) pour faciliter la localisation des sachets.

3. Planter un jalon qui restera visible malgré la végétation pour matérialiser l’endroit.

4. Il est possible de répéter ces opérations (de 1 à 4) à une distance de 1 à 2 mètres de la précédente, si l’on souhaite suivre l’activité biologique au cours du temps en réalisant des prélèvements successifs.

5. Bien noté la référence de l'échantillon placé (pour connaître sa masse), et la date de l'enfouissement.

Réalisation des observations

1. Après une période de 4 mois récupérer les sachets. Si un second profil a été installé attendre 6 ou 8 mois par exemple pour récupérer les derniers sachets. Il est possible d’humidifier le sol afin de faciliter l’extraction. Attention de ne pas pelleter sur le sachet.

2. Bien noter la date du déterrement des sachets.

3. Réaliser l’analyse en laboratoire rapidement après l’extraction des sachets ou conserver le au réfrigérateur (à 4 °C) dans un sachet plastique.

4. Enlever manuellement les débris visibles puis ouvrir le sachet et récupérer le ou les morceaux de l’étoffe. Faire sécher à l’étuve, à plat, pendant 4 h à 105 °C afin de bloquer l‘activité microbienne et d'éliminer l'eau.

5. Une fois sec, brosser l’étoffe de sorte à éliminer la matière minérale (l’utilisation d’une brosse à dent est appropriée). Le tamis peut être utile pour récupérer les morceaux d’étoffes qui se détachent.

6. Peser la masse de l’étoffe nettoyée et séchée (Mf).

7. Positionner l’étoffe sur un support papier noir pour pouvoir mieux l'observer.

Interprétation des résultats

Les résultats sont exprimés en proportion de masse d'étoffe dégradée (%) en fonction du temps.

Il s'agit d'observer si l’activité de dégradation des matières organiques brutes est plus ou moins importante selon les pratiques culturales et la profondeur du sol. Les conditions météorologiques (sécheresse, saturation en eau du sol,…) durant la période d’étude vont influencer l’activité biologique du sol. L'historique du site également, ainsi les sols régulièrement labourés, où la matière organique est enfouies semblent particulièrement efficaces pour dégrader des MO enfouies (cf. le graphique ci-dessous).

Références

Cahier de protocoles du RésEau Sol V1.1 déc 2016 à V1.7 déc 2019

Rapport RésEau Sol 2016

Résumé

La teneur en eau est déterminée par pesée avant et après passage à l'étuve.

Question posée

Quelle est la teneur en eau de l'échantillon prélevé ?

Sources

D'après le manuel de laboratoire, 5- teneur en eau et humidité résiduelle - Université de Neuchâtel, 2007.

Principes

La mesure de la teneur en eau est une méthode simple qui consiste à mesurer la perte de masse d'un échantillon de sol frais après passage à l'étude à 105 °C. Sur le même principe il est possible d'évaluer l'humidité résiduelle en mesurant la perte de masse d'un échantillon préalablement séché à l'air. Cette humidité résiduelle est directement proportionnelle avec la teneur en argile et en matière organique.

Matériel

• petite pelle ou tarière pour le prélèvement

• sacs plastiques

• glaciaire pour le transport au laboratoire

• étuve

• balance analytique (0,0001g)

Réalisation de la mesure

• réaliser un prélèvement dans l'horizon souhaité pour l'analyse (environ 100 g)

• conditionner le prélèvement dans un sac plastique hermétique, à placer au frais le temps du transport (glaciaire)

• dès l'arrivée au laboratoire réaliser des prises d'essai de 10 à 20 g qui seront chacune pesée. Noter les masses fraiche A.

• placer les échantillons à l'étuve à 105 °C pendant 12 h

• laisser refroidir et peser à nouveau les masses B.

• l'évaporation est considérée achevée lorsque la masse B ne varie pas de plus de 0,002g entre deux pesées successives espacées de 4 h avec passage à l'étuve à 105 °C

Calculs

La teneur en eau W(%) est le rapport entre les deux masses A(g) et B (g)

Références

• BAIZE D. (2018) - Guide des analyses en pédologie 3 édition revue et augmentée - ed Quae

• Manuel de laboratoire, 5- teneur en eau et humidité résiduelle de l'université de Neuchâtel, 2007.

Résumé

« Le diacétate de fluorescéine (FDA) est une molécule qui peut être hydrolysée par de nombreuses enzymes dont les estérases, les protéases et les lipases microbiennes. L’hydrolyse de la FDA est donc une activité enzymatique généraliste, avec un spectre d’action beaucoup plus large que d’autres activités enzymatiques spécifiques, comme la phosphatase alcaline par exemple. L’activité FDA hydrolase est déterminée par la mesure de l’absorbance à 490 nm de la fluorescéine libérée par hydrolyse du substrat. » Denis BAIZE guide des analyses en pédologie 3 éd. Chap. 23 p 273

Question posée

Quelle est l’intensité de l’activité microbienne du sol ?

Sources

Le protocole proposé ci-dessous est celui de Green and al. (2006) adapté en fonction du matériel à disposition au Labo Sol Eau. Il existe plusieurs protocoles (cf. § références), dont celui de Adam & Duncan adapté aux faibles niveaux d’activité enzymatique, un protocole complémentaire inspiré de Green proposé par l’université de Neuchâtel pour des litières, un autre proposé par Jusselme pour des petits échantillons. Le protocole Von Siegler est très proche de celui de Adam & Duncan, il propose en outre un protocole adapté aux échantillons liquides. Le protocole d’Agroscope (youtube), assez simplifié, ne cite pas ses sources.

Matériel

• Balance analytique

• Micro-pipette

• Pipette

• Seringue 100 ml

• Béchers de 100 ml

• Tubes à centrifuger 15 ml

• Centrifugeuse

• Spectrophotomètre et cuvettes

• Chambre d'incubation à température contrôlée

• Étuve

Réactifs

• Acétone

• HCl 6N

• Eau désionisée

• Sodium phosphate buffer pour 1 l (solution tampon)

  • Dissoudre 22.74 g de Na3HPO4 * 12 H2O (sodium phosphate tribasic) dans 700 ml d’eau désionisée puis ajuster le pH à 7.6 avec de l’HCl. Transférer puis ajuster le tout dans un ballon jaugé de 1litre avec de l’eau désionisée. A conserver au frais (4 °C).

• FDA solution mère [4.9 mM]

  • Dissoudre 20 mg de FDA lipase substrate (C24H16O7 = fluorescein diacetate) dans 10ml d’acétone. A conserver à -20 °C.

• Solution pour la courbe étalon de fluorescein

  • Utiliser une solution mère standard de fluorescein (Fluorescein standard stock solution, 602µM) à 200mg/litre. Dissoudre 10 mg de Fluorescein (C20H12O5) avec 10 ml d’acétone puis jauger à 50 ml avec le sodium phosphate buffer ci-dessus. Préparer ensuite les dilutions suivantes dans des ballons jaugés de 50ml puis compléter au trait de jauge avec le Sodium phosphate buffer. Ajouter finalement 2.5 ml d’acétone.

Procédure

1. Réaliser la courbe étalon.

2. Sécher le sol à 40 ° C, le tamiser à 2mm.

3. Pour le blanc remplacer la prise d’essai par 0,5 ml d’acétone et réaliser la procédure de mesure complète (une solution de contrôle doit être faite pour mesurer la part de la couleur qui n’est pas issue de l’activité enzymatique, ce contrôle permet de définir le blanc lors de la mesure au spectrophotomètre).

4. Prise d’essai : peser environ 1,0 g de sol et noter la masse m en g.

5. Mettre la prise d’essai dans un bécher de 100 ml et y ajouter 50 ml de sodium phosphate buffer (pH 7,6).

6. Ajouter 0,50 ml de FDA solution mère, bien agiter.

7. Incuber 3 heures à 37°C.

8. Ajouter 2 ml d’acétone, agiter pour bien mélanger et achever l’hydrolyse.

9. Transférer 10 ml de la suspension de sol dans un tube à centrifuger de 15 ml.

10. Centrifuger à 6 000 rpm pendant 5 min.

11. Transférer le surnageant dans un tube de 15 ml et homogénéiser.

12. Verser quelques ml de la solution dans une cuvette et mesurer l’absorbance à 490 nm. Si l'absorbance n'est pas comprise dans les valeurs de la gamme étalon (>1), diluer la solution et noter le facteur de dilution.

Expression des résultats

• m : masse de la prise d’essai, en g (corrigée par rapport au taux d’humidité à 105 °C)

• V : volume de l’extractant en litre, l’extractant est le FDA substrate stock solution: 0.50 ml + buffer 50 ml + acétone 2.5 ml = 0.0525 l

• f : facteur de dilution s'il a fallu diluer , sinon f=1

• C : concentration en mg de fluorescein /l après report de l’absorbance dans l’équation de la courbe étalon

• 1000/3 pour exprimer le résultat en µg g-1 h-1

Interprétation des résultats

Références

G Adam, H Duncan (2001) Development of a sensitive and rapid method for the measurement of total microbial activity using fuorescein diacetate (FDA) Soil Biology & Biochemistry 33 (2001) 943-951 VS

Green , DE Stott , M Diack (2006) Assay for fluorescein diacetate hydrolytic activity:Optimization for soil samples - Soil Biology & Biochemistry 38 (2006) 693–701

Jusselme My Dung, (2013) Increased lead availability and enzyme activities in root-adhering soil of Lantana camara during phytoextraction in the presence of earthworms. Science of the Total Environment 445-446 (2013) 101–109

M. A. Sánchez-Monedero & C. Mondini & M. L. Cayuela & A. Roig & M. Contin & M. De Nobili (2008) Fluorescein diacetate hydrolysis, respiration and microbial biomass in freshly amended soils - Biol Fertil Soils (2008) 44:885–890

Univ. NEUCHÂTEL Fluorescein diacetate hydrolysis activity – fiche 36 - 2012

Jusselme My Dung, Dosage Fluoresceine Diacétate (FDA), document texte inédit 2007

Evolutions par rapport à la V1:

Un appareil qui évalue automatiquement le volume de la chambre d'émission du CO2 (capteur Lidar), qui enregistre la position géographique de la station (GNSS), averti de l'état de la batterie et qui enregistre les concentrations de CO2 toutes les deux secondes sur une carte mémoire.

Résumé

Deux méthodes d'incubation sont proposées afin de déterminer la quantité de CO2 issue de la respiration des micro-organismes du sol, qui est un indicateur de l'activité biologique du sol.

Question posée

Quelle est l'intensité de la vie microbienne du sol ?

Principe

L’échantillon de sol est placé dans une enceinte hermétique contenant un pilulier de soude puis il est mis à incuber. Il existe plusieurs méthodes : [A] sans pré-incubation et [B] avec une pré-incubation de 10 jours. La soude réagit avec le CO2 pour former des ions carbonates, que l’on fait précipiter par l’ajout de chlorure de baryum. L’excès de soude, qui n’a pas réagit avec le CO2, est dosé par un dosage acide-base.

Les réactions chimiques

Le CO2 piégé par la soude est présent dans la solution sous forme de carbonate de sodium (Na2CO3) solubilisé :

L'ajout de chlorure de baryum (BaCl2) permet de faire précipiter les ions carbonates en carbonates de baryum (BaCO3) :

La soude qui n'a pas réagit est amenée à pH 8,3 par addition d'HCl en présence de phénolphtaléine :

A pH 8,3 un virage coloré s'opère, la solution passe du rose au transparent.

Conditions de mise en œuvre

La mesure s'effectue de manière ponctuelle, lorsque l'humidité du sol correspond à la capacité au champ, par exemple après une forte pluie. Le début du printemps est une période favorable à la réalisation de cette mesure.

Matériels et fournitures

• tamis de maille 2 mm

• 2 récipients hermétiques de 500 mL

• 2 cristallisoirs

• 2 piluliers

• chambre d'incubation

• bécher

• burette graduée

• agitateur magnétique

• eau déminéralisée

• soude ([A] 1 M ou [B] 1 M et 0,1 M)

• chlorure de baryum ([A] 20 % ou [B] 0,05 M)

• acide chlorhydrique (0,05 M)

• phénolphtaléine (0,1 g / 100 mL d'éthanol à 60 %)

Réalisation de la mesure

La méthode [A] est sans pré-incubation, l'incubation est variable entre 3 et 21 jours à 28°C. La méthode [B] est avec pré-incubation de 10 jours à 22°C, l'incubation est de 24 heures à 22°C.

1. Prélever 50 g [A] ou 40 g [B] de sol préalablement séché à l'air libre et tamisé

2. Porter l'échantillon à l'humidité de la capacité au champ : ajuster la teneur en eau du sol à 25 % en utilisant de l'eau déminéralisée [A] ou déposer l'échantillon de sol sur un filtre papier humidifié.

3. Dans un premier récipient hermétique : déposer l'échantillon de sol et une solution de soude.

   • [A] 50 g de sol + un pilulier de 15 mL de soude à 1 M

   • [B] Pour la pré-incubation : 40 g de sol + un pilulier n°1 de 2 mL de soude à 1 M. Pour l'incubation : le pilulier n°1 est remplacé par un pilulier n°2 contenant 4 mL de soude à 0,1 M

4. Dans un second récipient hermétique : déposer un pilulier de soude identique à celui de l'étape 3, sans échantillon de sol, pour réaliser un témoin.

5. Laisser incuber à l'obscurité les deux récipients.

   • [A] 8 jours à 28°C

   • [B] Pour la pré-incubation : 10 jours à 22°C. Pour l'incubation : 24 heures à 22°C

6. Si plusieurs piluliers de soude ont été utilisés alors il faut tous les transvaser dans un bécher et homogénéiser (les piluliers auront été réservés dans le dessiccateur).

7. Dans un premier cristallisoir : ajouter 1 mL de la solution de soude contenue dans le pilulier (ou le bécher) du premier récipient hermétique.

8. Dans un second cristallisoir : ajouter 1 mL de la solution de soude contenue dans le pilulier (ou le bécher) du second récipient hermétique.

9. Dans chaque cristallisoir : ajouter une solution de chlorure de baryum.

   • [A] 2 mL de chlorure de baryum à 20 %

   • [B] 4 mL de chlorure de baryum à 0,05 M

10. Dans chaque cristallisoir : ajouter 3 à 4 gouttes de phénolphtaléine puis ajouter goutte à goutte de l'acide chlorhydrique à 0,05 M jusqu'à ce que la solution change de couleur, en passant du rose au blanc. Homogénéiser la solution à l'aide d'un agitateur magnétique.

11. Noter le volume d'acide utilisé pour chaque cristallisoir.

Exploitation des données

Traitement des données

Le volume d'acide utilisé est dépendant de la quantité de CO2 présente dans le récipient hermétique ayant réagit avec la solution de soude. Dans ces récipients, le CO2 peut être atmosphérique ou bien issu de la respiration des micro-organismes du sol. La différence de volume d'acide utilisé entre le récipient témoin et le récipient contenant l'échantillon de sol révèle la quantité de CO2 émise par les micro-organismes.

Le taux de respiration des micro-organismes en µg de C-CO2 par heure d'incubation et par gramme de sol se calcule par la formule suivante:

Interprétation des données

La respiration est une mesure de l’activité métabolique de la communauté microbienne du sol.

Plus le sol respire, plus les organismes sont actifs en métabolisant la matière organique facilement assimilable (carbone actif) et les éléments minéraux. Une forte teneur en CO2 est signe d’un sol en bonne santé.

Si le sol ne respire pas ou très peu, soit il présente un réel manque de vie microbienne, soit la teneur en éléments assimilables n’est pas suffisante et devient alors un facteur limitant l’activité microbienne.

Ce test mesure une activité potentielle, c'est à dire celle pouvant s'exprimer dans de bonnes conditions (ici avec une température optimale en ambiance humide). La teneur en CO2 peut être assimilée au taux de minéralisation de la matière organique du sol.

Références

[A] Annabi, M., Bahri, H., & Latiri, K. (2009). Statut organique et respiration microbienne des sols du nord de la Tunisie. Base.

Bernard Barthès, Rapport final 2012. Indicateurs spectraux de la qualité biologique des sols.

[B] Pell, M., Stenstróm, J. O. H. N., & Granhall, U. (2005). 7.2 Soil Respiration. Bloem, J; DW Hopkins & A Benedetti, 117-126.

Wang, W. J., Dalal, R. C., Moody, P. W., & Smith, C. J. (2003). Relationships of soil respiration to microbial biomass, substrate availability and clay content. Soil Biology and Biochemistry, 35(2), 273-284.

Nature des protocoles

La plupart des protocoles proposés visent à évaluer les indicateurs de santé du sol. Ils sont rangés en 3 grandes familles:

• les indicateurs de l'état des fonctions de maintenance de la structure et du cycle de l'eau

• les indicateurs de l'état de l'activité biologique au travers des cycles du carbone et des nutriments

• les indicateurs de l'état de l'activité biologique au travers des biocénoses

A ces indicateurs se rajoutent quelques mesures physico-chimiques qui peuvent qualifier le sol

Les indicateurs, protocoles et fonctions étudiées

Mise en œuvre des protocoles

On distingue des tests réalisés progressivement en autonomie par les membres du RésEau Sol au cours du cursus de 4 ans et des tests réalisés avec l'aide des moyens du Pecnot'Lab sur le terrain ou au laboratoire.

Certains protocoles sont communs à tous les membres du réseau, d'autres sont optionnels en fonction de la question à résoudre.

Chez chaque membre, 2 stations sont choisies en vu d'être comparées pendant les 4 années du cursus pour répondre à une question particulière.

Types de questions à résoudre:

Je souhaite faire évoluer mes pratiques, je vais comparer une parcelle témoin où je ne change pas mes pratiques avec une parcelle ou j'expérimente de nouvelles techniques (travail du sol, couverts, amendements organiques, ...). Je vais comparer l'évolution des indicateurs de santé du sol pendant 4 ans.

Une parcelle est difficile à travailler (tendance à la compaction, phénomènes d'érosion, hydromorphie, faible réserve en eau, faible productivité, ...). Je veux comparer les indicateurs de santé du sol avec une parcelle moins contraignante pour mieux comprendre le fonctionnement de ces sols et chercher des solutions pour l'avenir.

Je suis en conversion bio, je veux mettre en pratique des techniques de conservation du sol, et je voudrais mesurer l'évolution de mes sols avec des indicateurs d'activité biologique.

Les membres du RésEau Sol sont invités à s'exercer à la pratique des tests sur d'autres stations si ils en ont le souhait et la curiosité.

Chaque membre du RésEau Sol dispose d'une mallette d'accessoires: le Kit Sol Eau, permettant d'effectuer en autonomie certains tests.

Origines des protocoles

Les protocoles sont issus de guides, méthodes ou publications scientifiques. Les sources et références sont systématiquement citées. Les protocoles ont été choisis pour être à la fois fiables pour les paramètres évalués (retours d'expériences, publications scientifiques) et facilement mis en œuvre sur le terrain ou dans un petit laboratoire de sciences naturelles. Ces protocoles ont été testé par le RésEau Sol depuis 2014.

Les vers de terre

Les vers de terre sont partagés en 3 groupes fonctionnels :

• les épigés

• les anéciques

• les endogés

Une version à télécharger :

Quel sont les fonctions des vers de terre dans les sols ?

Ils ont un rôle majeur dans le maintien de la fertilité des sols. Ils sont un groupe dit "d'ingénieurs" : ils influent sur la ressource en nutriments et structurent les sols. En digérant de grandes quantités de terre et en creusant leurs galeries, ils participent au brassage de la matière organique et au maintien des populations bactériennes des sols.

La quantité et les groupes trouvés nous renseignent donc sur la santé d'un sol, allant de sa fertilité, son tassement, à sa capacité à retenir l'eau. Étant sensibles à leur environnement, ils sont de bons bio-indicateurs de l'impact des activités sur les sols (activité agricole, urbaine, etc).

Pour aller plus loin

Des fiches sur les espèces les plus communes dans nos sols :

Les enchytréides

Ils appartiennent à la même famille que les vers de terre (les annélides). Ils sont plus petits, ils mesurent de 2mm à 20mm et sont blancs. Leurs prédateurs sont majoritairement des acariens, des nématodes, des mille-pattes et des larves.

Étant plus résistants aux conditions extrêmes (température, oxygène, acidité), les enchytréides sont retrouvés dans des sols où on ne retrouve pas de vers de terre, comme en altitude dans les sols de glaciers, en forêts très acides, etc.

Quel sont les fonctions des enchytréides dans les sols ?

Ils sont détritivores (ils mangent la matière organique en décomposition) et microphages (ils mangent des micro-organismes). Ils participent donc eux aussi au maintien de la fertilité des sols.

Il est très difficile de déterminer l'espèce d'un enchytréide. Il en existe plus de 700 connues aujourd'hui.

Matériel et fourniture

Réalisation du protocole

1- Placer environ 20 g de terre fine dans le bécher et ajouter 50 ml d’eau déminéralisée Si la masse de terre utilisée est différente il suffit de conserver le rapport solide : liquide de 1 : 2,5).

2- Homogénéiser la solution aqueuse sans trop secouer (éviter de faire rentrer le l’air, le CO2 acidifie la solution), laisser macérer et sédimenter (dans l’idéal 1 ou 2 h )

3- Humecter une bande de papier pH

4- Comparer la couleur avec la charte colorée.

Interprétation des résultats

Le pH s’exprime selon une échelle de 0 à 14. Les valeurs faibles indiquent une acidité, les valeurs

> 7 correspondent à un caractère basique. Le référentiel pédologique propose 7 « domaines »

de pH présenté dans le tableau ci-dessous :

La mesure avec papier pH donne une indication du pH approximative à 0,5 près.

Références

Baize, D. (2000). Guide des analyses en pédologie: 2e édition, revue et augmentée. Editions Quae.

Baize, D. (2009). Référentiel pédologique 2008. Editions Quae. Beaux MF et Plet P. (1980). L’échantillonnage du sol, Perspectives Agricoles, n°43, Décembre 1980, p44‐47

Résumé

La glomaline est une glycoprotéine produite dans le sol par les mycéliums des champignons mycorhiziens. Quantifier la présence de glomaline dans un sol permet d'estimer sa richesse en champignons mycorhiziens et sa stabilité face à l'érosion.

Principe

Ce protocole permet de quantifier les protéines du sol lié à la glomaline facilement extractible EE-GRSP (de l'anglais Easy extractable glomalin-related soil proteins). Cette mesure s’effectue en deux étapes. D'abord, la glomaline est extraite par dissolution. Ensuite, elle est quantifiée à l’aide d’un dosage colorimétrique, d'après la méthode BCA (acide bicinchronique). En milieux alcalins, les protéines réduisent Cu2+ en Cu+. Le sel de l’acide bicinchronique est un réactif colorigène hautement spécifique pour le Cu+, qui forme un complexe pourpre ayant une absorption optique maximale à 562 nm. L’absorbance est proportionnelle à la concentration en protéine.

Conditions de mise en œuvre

La mesure s'effectue annuellement, avant la récolte et après avoir réalisé le profil pédologique.

Matériel et fournitures

Réalisation du protocole

Préparation de l’échantillon

1) Extraire un échantillon de sol de l’horizon A, à proximité de racines.

2) Retirer manuellement les débris végétaux ainsi que les cailloux (la loupe peut être utilisée) et casser manuellement les agrégats.

3) Tamiser à 2mm l'échantillon frais.

4) Peser 10 g (m frais) dans une plaque de pétri pre-pesée et passer à l’étuve à 105°C pour calculer l’humidité. Peser et noter la masse quand l’échantillon arrive à un poids stable (m sec).

5) Conserver le reste de l’échantillon à 4 °C jusqu'au moment de l’analyse.

Préparation des solutions de travail

• Réactif A : solution composée de 1 g de bicinchoninate de sodium (C20H10N2O4Na2) + 2 g de carbonate de sodium (Na2CO3) + 0,16 g de sodium tartrate (C4H4Na2O6) + 0,4 g d’hydroxyde de sodium (NaOH) + 0,95 g de bicarbonate de soude (NaHCO3), une solution à 10M d’hydroxyde de sodium (NaOH). Remplir jusqu’à 100 mL avec de l’eau déminéralisée et ajuster le pH à 11,25 avec de l’hydroxyde de sodium (NaOH

• Réactif B : solution composée de 0,4 g de sulfate de cuivre hydraté (CuSO4 · 5H2O) dans 10 mL d’eau.

• Réactif de travail standard (RTS). Préparer la solution de réactif de travail standard (RTS) en mélangeant 100 volumes du réactif A avec 2 volumes du réactif B. La solution est de couleur vert pomme et elle est stable pendant 1 semaine à température ambiante.

• Citrate de sodium 20mM: 5,882g de citrate de sodium + 1L d'eau déminéralisée. Ajuster le pH à 7 avec HCl. Conservation à 4°C

Extraction de la glomaline (EE-GRSP)

1) Dans des tubes de centrifugeuse de 15 mL peser 1 g de sol frais (m ech).

2) Ajouter 8 ml de la solution de citrate de sodium (Vcitrate).

3) Placer les tubes 15 mL dans l’autoclave et faire chauffer pendant une demi-heure. Le temps est déclenché lorsque l'autoclave est sous pression à 103 kPa (121°C – 30min). Une fois le temps écoulé, laisser dépressuriser l’appareil avant de récupérer les tubes.

4) De suite après avoir récupéré les tubes de l’autoclave, passer les à la centrifugeuse à 6000g pendant 10 minutes.

Les échantillons doivent être centrifugés rapidement après l’autoclave. Il y a une réduction de la glomaline dans le temps entre le chauffage et la séparation.

5) Le surnageant est enlevé et conservé à 4°C entre 2 à 4 semaines (le surnageant ne doit pas être troublé par un contaminant). Il sera analysé par la suite pour quantifier la glomaline .

Quantification de la glomaline (EE-GRSP)

Courbe étalon

Réaliser une dilution de l’albumine de sérum de bovin (BSA à 2 mg/L) selon une gamme de dilution allant de 0 à 1 mg/L mg/L).

Les dilutions doivent être réalisées avec la solution de citrate de sodium à 20 mM, à pH=7, afin d’obtenir un volume supérieur à 0,125 mL.

Réaction colorimétrique BCA

Cette procédure doit être faite pour chaque tube de la courbe étalon et pour chaque surnageant des échantillons.

1) Verser 0,125 mL de chaque solution contenant la glomaline ou le sérum de bovin dans des cuvettes de spectro de 2,5 ml. Les cuvettes sont placées sur leur support et elles sont numérotées.

2) Ajouter dans TOUTES les cuvettes 2,5 mL de la solution de réactif de travail standard (RTS). Bien mélanger de sorte à homogénéiser la solution.

3) Incuber toutes les cuvettes à 37 °C pendant 2h

4) Mesurer l’absorbance à 562 nm. La mesure au spectrophotomètre doit être réalisée dans les dix minutes suivant l’incubation. L’absorbance est proportionnelle à la concentration des substances en solution. Mettre le zéro du spectrophotomètre avec la solution de citrate.

Si les valeurs d'absorbance des échantillons sont hors des valeurs de la courbe étalon, diluer les surnageants dans la solution de citrate et re-faire de 1) à 3).

Exploitation des données

Équation de la courbe étalon

Créer un graphique Absorvance vs. CC BSA (mg/ml) et calcular la equation de la courbe par regresion lineal

Abs = α.[BSA] + β

Calcul de concentration de Glomaline (EE-GRSP)

Références

Reyna, D. L., & Wall, L. G. (2014). Revision of two colorimetric methods to quantify glomalin-related compounds in soils subjected to different managements. Biology and fertility of soils, 50(2), 395-400.

Walker, J. M. (2009). The bicinchoninic acid (BCA) assay for protein quantitation. The Protein Protocols Handbook, 11-15.

Wright, S. F., & Upadhyaya, A. (1996). Extraction of an abundant and unusual protein from soil and comparison with hyphal protein of arbuscular mycorrhizal fungi. Soil Science, 161(9), 575-586.

Wright, S. F., & Upadhyaya, A. (1998). A survey of soils for aggregate stability and glomalin, a glycoprotein produced by hyphae of arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and soil, 198(1), 97-107.

Wright, S. F., & Jawson, L. (2001). A pressure cooker method to extract glomalin from soils. Soil Science Society of America Journal, 65(6), 1734-1735.

Résumé

Le dispositif de Berlèse est utilisé pour extraire la faune de petite taille. Un échantillon de sol est prélevé sur le terrain puis amené au laboratoire pour y extraire le maximum d'individus vivant dans cet échantillon. Fuyant la lumière, les invertébrés qui sont normalement invisibles à l'œil nu tombent dans le bocal situé sous l'échantillon de sol. L'identification des groupes faunistiques permet de connaître la diversité biologique du sol, en savoir plus sur son fonctionnement, son équilibre,...

Question posée

Est-ce que le sol renferme une faune importante et diversifiée ? Les populations vivant dans mon sol sont-elles équilibrées ?

Principe

Au 19ème siècle, Antonio Berlèse, biologiste Italien, met au point un dispositif permettant d’extraire facilement la petite faune du sol. Cet appareil pousse les animaux à fuir hors de leur milieu de vie. Un volume de sol est placé dans un entonnoir, soit sous une lampe produisant de la lumière et de la chaleur pendant 24 h, soit à la lumière naturelle pendant plusieurs jours. Les individus cherchant la fraîcheur et l’obscurité tombent dans une solution d’éthanol.

Conditions de mise en œuvre

La mesure s'effectue tous les ans entre mars et juin sur sol dégelé et non saturé en eau, de préférence le matin.

Matériels et fournitures

• brucelles souples

• flacon de 50 ml avec couvercle

• tamis de maille 1 mm

• entonnoir

• lampe 100 W (si technique 2.1.)

• tube PVC

• loupe binoculaire

• boîtes de Pétri

• clé de détermination de la faune du sol

• pipette d'éthanol à 70%

• marqueur permanant

Réalisation de la mesure

1. Placer l'échantillon de sol sur le tamis posé à la surface de l'entonnoir. L'entonnoir est emboîté dans un flacon contenant de l'éthanol. Le dispositif est maintenu à l'aide d'un tube PVC qui permet également l'obscurité dans le flacon.

2. Deux techniques au choix :

   1. Enclencher une lampe placée à 5 cm au dessus du tamis et laisser chauffer pendant 24 h. Sous l'effet de la température et de la lumière, les individus vont fuir l'échantillon et glisser dans l'entonnoir.

   2. Laisser le dispositif à la lumière naturelle pendant 10 jours. Remplacer le flacon d'éthanol par un nouveau pour 2 jours supplémentaires pour voir si la mesure est finie (pas d'organismes dans le nouveau flacon) ou s'il faut la continuer. Cette technique se base sur la perte de l'humidité essentielle à la vie du sol.

3. Récupérer la faune contenue dans le fond du flacon à l'aide des brucelles et la disposer dans une ou plusieurs boîtes de Pétri contenant de l'éthanol.

4. Identifier les espèces à l'aide de la loupe binoculaire, en veillant à toujours avoir les organismes immergés dans l'éthanol. Utiliser la clé d'identification de la faune du sol pour trier les organismes selon leur groupe (acariens, collemboles, diploures, myriapodes, isopodes, etc.).

5. Dénombrer les individus selon leur groupe faunistique.

Pour identifier les individus

Pour l'identification des individus piégés, voir l'onglet : Identification de la faune du sol > Déterminer le groupe d'un individu.

Exploitation des données

Synthétiser les données sous forme de tableau qui donne le nombre d'individus par ordre (ou famille/espèces si souhaité) et les représenter graphiquement. Conclure quant à la diversité biologique du sol, faire des comparaisons entre 2 sections.

Références

Bachelier, G. (1978). La faune des sols, son écologie et son action.

Deprince, A. (2003). La faune du sol. Diversité, méthodes d'étude, fonctions et perspectives. Le Courrier de l'environnement de l'INRA, 49(49), 123-138.

Résumé

L’analyse du taux de fibres (particules de diamètre >200 μm) permet de classifier les tourbes dans trois catégories classiques : fibriques, mésiques, sapriques.

L’analyse granulométrique, qui distingue les fractions des particules >200 μm, 200-50 μm et <50 μm, permet des comparaisons plus fines. Un triangle granulométrique est créé pour la classification des différents types de tourbières.

Question posée

Comment sont distribuées les particules dans mon histosol ? Quel est le type d’histosol évalué ?

Principe

On pèse les fractions retenues par les tamis en milieu humide en utilisant des tamis de 2000 μm, 200 μm et 50 μm.

Conditions de mise en œuvre

Traitement d'échantillons prélevés sur site en éliminant les racines vivantes pour les horizons de surface.

Matériel et fournitures

Balance analytique¸ précision 0.0001g

Flacons en plastique de 500ml

Agitateur

3 Tamis de 2000 μm, 200 μm, 50 μm, diamètre 20cm.

Boîte de Pétri

Pinceau

Spatule

Étuve (température minimale 105°C)

Réalisation du protocole

1) Prendre 2 fois environ 25g d'échantillon frais d’histosol. On va utiliser un échantillon pour mesurer l'humidité (Eh) et l'autre pour le taux de fibre (Ef). Noter la masse initiale exacte de chaque un (mEh-i et mEf-i)

2) Enlever les racines vivantes des plantes supérieures.

3) Faire sécher Eh à l`étuve à 105°C jusqu'à que le poids soit constant.

4) Peser la masse mEh-f et calculer l'humidité (voir calcul au dessous).

5) Placer Ef dans un flacon de 500ml rempli avec 300ml d’eau.

6) Agiter ensuite la suspension à l’aide d’un agitateur (agitateur XXL du Pecnot'lab p ex) pendant 16h.

7) Placer les tamis en les superposant les uns sur les autres : 2000 μm au-dessus, 200μm au milieu, 50μm en-dessous. Verser la suspension sur le premier tamis

8) Afin d’éviter les pertes, rincer le flacon en plastique avec de l’eau jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de particules à l’intérieur et ajouter l'eau de rinçage dans les tamis.

9) Tamiser délicatement à l’aide d’un filet d’eau afin que les particules se détachent.

10)Vérifier régulièrement la couleur de l’eau s’écoulant du tamis, jusqu’à ce qu’elle soit transparente.

11) Peser 3 boîtes de Pétri vides et noter la masse

12) Mettre les 3 fractions granulométriques retenues sur les tamis dans des boites de pétri à l’aide d’un pinceau ou d’une spatule.

13) Mettre les tamis dans l’étuve 105°C entre 15 et 30 minutes afin de les assécher pour pouvoir récolter les particules restantes.

14) Placer ensuite les boites de pétri dans l’étuve à 105°C jusqu’à ce que la masse ne varie plus (environ 16 h).

15) Mesurer la masse à sec de chaque fraction granulométrique.

16) Calculer la proportion de chaque fraction en %

Exploitation des données

Taux de fibres

Taux de fibre = masse retenue dans le tamis de 2000μm (g) + masse retenue dans le tamis de 200μm (g) / masse initiale (g) x100

interprétation:

• tourbe fibrique: > 40% de fibres

• tourbe mésique: de 10 à 40 % de fibres

• tourbe saprique: < 10% de fibres

Triangle granulométrique

% fibres (>200μm) = 100 x ( masse retenue dans le tamis de 2000μm (g) + masse retenue dans le tamis de 200μm (g) )/ (mEf-i (g)x cch)

% matériaux mixte (50-200 μm) = 100 x ( masse retenue dans le tamis de 50μm (g)/ (mEf-i (g)x cch)

% agrégats (<50μm) = 100 - % des fibres - % des matériaux mixtes

Références

Gobat J. M., Grosvernier Ph., Matthey Y. Buttler A. (1991). Un triangle granulométrique pour les tourbes/ analyse semi-automatique et représentation graphique. Science du sol 1991 Vol 29, 1, 23-35

Dinel H, Levesque M. (1976). Une technique simple pour l’analyse granulométrique de la tourbe en milieu aqueux. Soil Research Institute, Agr. Canada, Ottawa. Contr. n°542. J. Soil. Sci. 119-120